Alergia na cis (Taxus) – objawy, diagnostyka i leczenie w świetle najnowszych badań

Pyłek cisu pospolitego (Taxus baccata) stanowi niedoceniane, lecz potencjalnie istotne klinicznie źródło alergenów wziewnych w Europie Środkowej. Badanie z Poznania opublikowane w 2026 r. w Scientific Reports ^[1] wykazało po raz pierwszy, że alergen grupy 1 pyłku T. baccata wykazuje 94% podobieństwa sekwencji aminokwasowej do Cup a 1 – głównego alergenu Cupressaceae – co wskazuje na znaczącą reaktywność krzyżową IgE między cisowatymi a cyprysowatymi. Jednocześnie pyłek cisu zawiera niski poziom homologów Cup a 1 ^[1], co może prowadzić do niedoszacowania uczulenia przy użyciu standardowych narzędzi diagnostycznych. Mimo że cis jest szeroko sadzony w polskich parkach, na cmentarzach i w żywopłotach – a stężenia pyłku Taxus/Juniperus osiągają nawet 784 ziaren/m³ ^[2] – do chwili obecnej nie istnieją komercyjnie dostępne swoiste testy diagnostyczne ani preparaty immunoterapeutyczne swoiste dla pyłku Taxus, a w bazie WHO/IUIS nie zarejestrowano żadnego alergenu tego rodzaju ^[3]. Niniejszy artykuł przedstawia aktualny stan wiedzy o alergenach pyłku cisu, obejmujący aspekty botaniczne, aerobiologiczne, molekularne, kliniczne, diagnostyczne i terapeutyczne. Artykuł nie stanowi porady lekarskiej. Jeżeli podejrzewasz u siebie alergię, omów to z lekarzem.

Taksonomia i biologia pylenia cisu – co musi wiedzieć alergolog

Pozycja systematyczna i gatunki

Rodzaj Taxus należy do rodziny cisowatych (Taxaceae), rzędu sosnowców (Pinales). Choć Taxaceae stanowią odrębną rodzinę od Cupressaceae, obie grupy są filogenetycznie bliskie, dzielą kluczowe cechy palinologiczne (pyłek bezaperturowy (inaperturatowy)) i wykazują udokumentowaną reaktywność krzyżową alergenów ^[1, 4]. W monitoringu aerobiologicznym pyłek cisu jest rutynowo liczony łącznie z Cupressaceae/Juniperus ze względu na niemożliwość ich rozróżnienia w mikroskopii świetlnej ^[2, 5].

Najważniejsze gatunki dla alergologii w warunkach polskich to: Taxus baccata L. (cis pospolity) – gatunek rodzimy, najistotniejszy alergologicznie w Europie; dwupienny, wiatropylny; dojrzałe osobniki męskie uwalniają 16–20 kg pyłku na sezon ^[6]. Taxus cuspidata Siebold & Zucc. (cis japoński) – sadzony jako roślina ozdobna; jedyny gatunek, dla którego udokumentowano klinicznie potwierdzoną pollinozę ^[7]. Taxus × media Rehder – mieszaniec T. baccata × T. cuspidata; bardziej mrozoodporny; popularna odmiana męska 'Wojtek’ (wyhodowana przez prof. W. Senetę) szeroko stosowana do żywopłotów w Polsce – jako osobnik męski intensywnie produkuje pyłek ^[8].

Morfologia pyłku

Ziarna pyłku cisu mają cechy typowe dla Taxaceae/Cupressaceae, co utrudnia ich różnicowanie w rutynowym monitoringu aerobiologicznym ^[5, 9].

Istotny fakt kliniczny: cienka ściana ziarna pyłkowego cisu łatwo ulega pęknięciu w kontakcie z kroplami wody na błonach śluzowych, co ułatwia szybką penetrację alergenów do tkanki ^[2]. Jest to cecha wspólna z innymi Cupressaceae, u których eksyna jest bardzo cienka, a gruba intyna stanowi główny rezerwuar białek alergennych.

Okres pylenia cisu  w Polsce

W Polsce cis pyli od końca lutego do marca/kwietnia, ze szczytem w marcu. Sezon pyłkowy trwa 20–63 dni ^[2]. Istnieje znaczące nakładanie się z sezonami pylenia leszczyny (Corylus; styczeń–luty), olszy (Alnus; luty–marzec) oraz jałowca (Juniperus; marzec–kwiecień), co utrudnia identyfikację cisu jako czynnika sprawczego objawów alergicznych.

Rozmieszczenie cisu w Polsce i jego znaczenie ekspozycyjne

Taxus baccata jest jednym z najstarszych chronionych gatunków w Polsce – ochrona prawna sięga Statutu Warckiego Władysława Jagiełły z 1423 roku ^[10]. Obecnie gatunek podlega ochronie częściowej w stanowiskach naturalnych. Populacje dzikie liczą zaledwie ~2700 osobników w 31 izolowanych stanowiskach, głównie w Karpatach, na Pojezierzu Pomorskim (rezerwat Wierzchlas) i w Górach Świętokrzyskich ^[11].

Paradoksalnie, nasadzenia ozdobne cisu nie podlegają ograniczeniom i są bardzo rozpowszechnione w polskim krajobrazie miejskim. Cis należy do często sadzonych drzew i krzewów iglastych w parkach, na cmentarzach, w ogrodach przydomowych i jako żywopłoty. Badania z Brukseli wykazały, że T. baccata stanowił drugą najliczniejszą gatunkowo roślinę drzewiastą (10% drzew) w miejskich przestrzeniach zielonych ^[12], co potwierdza wysoką popularność tego gatunku w zieleni miejskiej, choć nie stanowi bezpośredniego dowodu dla warunków polskich. Lorenzoni-Chiesura i wsp. ^[13] zalecili unikanie sadzenia cisu w publicznie dostępnych terenach zielonych ze względu na potencjalną alergenność.

Szczególne ryzyko ekspozycji dotyczy pracowników cmentarzy, ogrodników i osób pielęgnujących żywopłoty, gdzie kontakt z pyłkiem jest bezpośredni i intensywny ^[14]. Ekspozycja w bezpośrednim sąsiedztwie pylącego drzewa może być 100 razy większa niż w odległości kilku domów ^[15].

Dane aerobiologiczne z polskiej sieci monitoringu

Polska posiada rozbudowaną sieć monitoringu aerobiologicznego, wykorzystującą wolumetryczne pułapki pyłkowe typu Hirsta (Burkard, Lanzoni VPPS 2000) w ponad 16 miastach ^[5]. Najdłuższa seria danych pochodzi z Krakowa (od 1982 r.) ^[16]. Pyłek cisu jest monitorowany jako „Taxus/Juniperus” ze względu na niemożliwość rozróżnienia morfologicznego obu taksonów pod mikroskopem świetlnym ^[2, 5].

Należy podkreślić, że nie ma powszechnie zaakceptowanego, dobrze zwalidowanego klinicznie progu stężenia pyłku cisu wywołującego objawy u pacjentów uczulonych; w praktyce aerobiologicznej dla taksonu łącznego Taxus/Juniperus stosowano jedynie progi operacyjne, które nie są równoznaczne z odrębnym progiem klinicznym dla pyłku cisu.

Wpływ zmian klimatycznych

Dane z 50-letniego monitoringu w Bazylei ^[19] wykazały, że sezon pyłkowy Taxus/Cupressaceae wykazuje najsilniejsze przyspieszenie spośród wszystkich monitorowanych taksonów – o 17,6–40,8 dni wcześniejszy w porównaniu z latami 60. XX w. W Polsce potwierdzono istotny wpływ warunków meteorologicznych i zmian klimatycznych na sezony wczesnowiosennych drzew ^[20]. Interesujący kontrast stanowią dane z północnych Włoch, gdzie zaobserwowano spadek produkcji pyłku przez T. baccata w ciągu 18 lat, wiążąc to z opóźnieniem spełnienia wymagań chłodowych ^[21].

Charakterystyka molekularna alergenów – od Cup a 1 do pyłku cisu

Brak zarejestrowanych alergenów Taxus w bazach międzynarodowych

W bazie WHO/IUIS Allergen Nomenclature ^[3] nie zarejestrowano żadnego alergenu z rodzaju Taxus. Nie istnieje oficjalna nomenklatura „Tax b 1″. Jedyne dane o białkach alergennych pyłku cisu pochodzą z badania immunoblotowego Maguchiego i Fukudy ^[7] oraz przełomowego badania z Poznania ^[1], które po raz pierwszy zsekwencjonowało alergen grupy 1 T. baccata i wykazało jego 94% podobieństwo z Cup a 1.

Rodziny białek alergennych Cupressaceae/Taxaceae

Alergen grupy 1 cisu – kluczowe odkrycie

Alergeny grupy 1 (liazy pektynianowe) stanowią główne alergeny Cupressaceae, odpowiadające za uczulenie 94–100% pacjentów z pollinozą cyprysową ^[4, 22]. Ich trójwymiarowa struktura – układ trzech równoległych arkuszy β w formie zakrzywionego β-pryzmy – jest wysoce konserwowana ewolucyjnie. Zidentyfikowano do 10 regionów epitopowych wiążących IgE na powierzchni cząsteczki ^[26].

Badanie z Poznania (2026) ^[1] stanowi przełom w zrozumieniu alergenności T. baccata. Autorzy wykazali, że alergen grupy 1 T. baccata wykazuje 94% podobieństwa aminokwasowego do Cup a 1, co oznacza, że przeciwciała IgE skierowane przeciw Cup a 1 powinny efektywnie rozpoznawać alergen cisu. Jednakże pyłek T. baccata zawiera niski poziom homologów Cup a 1 w porównaniu z gatunkami jałowca. Kluczowa implikacja kliniczna: wysoka homologia strukturalna sugeruje silną reaktywność krzyżową IgE, lecz niski poziom białka alergennego w pyłku cisu może oznaczać, że ekspozycja na pyłek cisu – mimo dużej objętości – dostarcza mniej alergenu grupy 1 niż ekspozycja na pyłek cyprysowców.

Reaktywność krzyżowa w obrębie Cupressales

Badania inhibicji IgE-ELISA ^[27] wykazały: Cup a 1 i Jun a 1 hamowały wiązanie IgE do siebie nawzajem w 70–83% (podobieństwo sekwencji 91%); Cry j 1 hamował wiązanie IgE do Cup a 1 w 51,8% (podobieństwo 75%). Brak istotnej reaktywności krzyżowej stwierdzono z liazami pektynianowymi Asteraceae (Amb a 1, Art v 6) ^[27]. W kontekście Taxaceae – oczekiwane jest efektywne rozpoznawanie alergenu cisu przez IgE anty-Cup a 1 ^[1], choć bezpośrednie badania inhibicji nie zostały dotychczas przeprowadzone.

Obraz kliniczny – kiedy myśleć o uczuleniu na cis

Epidemiologia

Uczulenie na pyłek cisu jest niedostatecznie zbadane i prawdopodobnie znacznie niedodiagnozowane. Jedyne dedykowane badanie kliniczne pochodzi z Japonii: Maguchi i Fukuda ^[7] zbadali 18 pacjentów z wiosennym alergicznym nieżytem nosa w Sapporo i wykazali, że 5 z nich (27,8%) miało swoiste IgE przeciwko pyłkowi T. cuspidata w immunoblotingu.

Włoskie badanie wieloośrodkowe (2002) ^[28] objęło T. baccata w panelu SPT 7 rodzajów Cupressaceae/Taxodiaceae u 3057 pacjentów uczulonych na pyłki. Ogólna częstość dodatnich SPT na panel Cupressaceae wynosiła 18,4%, lecz T. baccata należał do mniej reaktywnych alergenów w tym panelu.

W Polsce dane epidemiologiczne dotyczące uczulenia na Cupressaceae/Taxaceae nie istnieją. Badanie ECAP ^[29] – największe polskie badanie epidemiologii chorób alergicznych (22 703 uczestników) – nie obejmowało cisu ani Cupressaceae w standardowym panelu testów punktowych.

Objawy kliniczne

W spektrum pollinozy Cupressaceae dominuje alergiczny nieżyt nosa z zapaleniem spojówek. Dane z włoskiego badania ^[28] wskazują rozkład: nieżyt nosa 49%, zapalenie spojówek 32%, astma 16%, zmiany skórne 3%. Zapalenie spojówek jest opisywane jako najbardziej dokuczliwy objaw pollinozy cyprysowej ^[4].

Jedyny w pełni udokumentowany przypadek pollinozy cisowej ^[7] dotyczył 43-letniej kobiety z wiosennym alergicznym nieżytem nosa (wodnisty wyciek z nosa, blokada nosowa) od 1985 roku, z objawami w kwietniu–maju, przed sezonem pyłkowym brzozy.

Diagnostyka różnicowa z innymi alergenami wczesnowiosennymi

Diagnostyka molekularna (CRD) umożliwia różnicowanie: Bet v 1 / Aln g 1 / Cor a 1 → prawdziwe uczulenie na Fagales (białka PR-10); nCup a 1 → prawdziwe uczulenie na Cupressaceae/Taxaceae (liazy pektynianowe); profiliny / CCD → reaktywność krzyżowa panalergenna (fałszywie dodatnia) ^[30, 31].

Ekspozycja zawodowa

Ogrodnicy, architekci krajobrazu i pracownicy cmentarzy stanowią grupę szczególnego ryzyka ^[14]. Preferencyjne sadzenie osobników męskich (unikanie „brudnych” owoców żeńskich) dodatkowo zwiększa ekspozycję na pyłek ^[15]. Mimo to nie opublikowano żadnych raportów przypadków uczulenia zawodowego swoistego dla pyłku cisu – stanowi to istotną lukę w literaturze medycyny pracy.

Diagnostyka uczulenia na pyłek cisu – aktualne możliwości i ograniczenia

Testy punktowe (SPT)

Nie istnieje komercyjnie dostępny swoisty ekstrakt pyłku cisu do testów punktowych. W praktyce klinicznej należy stosować ekstrakt Cupressus arizonica (preferowany nad C. sempervirens ze względu na wyższą reaktywność skórną i przydatność diagnostyczną) jako marker pośredni w diagnostyce ^[32].

Swoiste IgE (sIgE) w surowicy

nCup a 1 (t226) jest kluczowym markerem: wiąże IgE od 100% pacjentów uczulonych na cyprys arizoński i 94–100% pacjentów uczulonych na jakikolwiek pyłek Cupressaceae ^[30, 33]. Czułość ImmunoCAP nCup a 1 wynosi 84–95%, swoistość 85–94% ^[30].

Diagnostyka komponentowa (CRD) – platformy multipleksowe

Żadna platforma nie zawiera komponentu swoistego dla Taxus.

Interpretacja wyników CRD w kontekście podejrzenia uczulenia na cis: (1) dodatni nCup a 1 → autentyczne uczulenie na Cupressaceae; prawdopodobna częściowa reaktywność krzyżowa z alergenami cisu ^[1]; (2) ujemny nCup a 1 przy podejrzeniu klinicznym → nie wyklucza uczulenia swoistego na cis – pyłek T. baccata zawiera niskie poziomy homologów Cup a 1 ^[1]; (3) dodatnie sIgE przeciw polkalcynie → reaktywność krzyżowa panallergenna, niespecyficzna ^[24].

Nosowa próba prowokacyjna (NPT)

Jedyna opublikowana NPT z pyłkiem Taxus pochodzi z badania Maguchiego ^[7], w którym użyto bezpośrednio ziaren pyłku T. cuspidata. Protokół EAACI ^[34] może teoretycznie być adaptowany do prowokacji pyłkiem cisu.

Algorytm diagnostyczny – proponowane podejście

Immunoterapia alergenowa (AIT) – opcje terapeutyczne

Brak swoistej immunoterapii na pyłek cisu

Nie istnieją preparaty AIT swoiste dla Taxus. Na podstawie udokumentowanej reaktywności krzyżowej Cupressaceae/Taxaceae (70–97% homologii alergenów grupy 1, 94% dla Taxus/Cup a 1) ^[1, 27], immunoterapia ekstraktami Cupressaceae może być rozważana jako postępowanie oparte na przesłankach reaktywności krzyżowej. Jednakże brak bezpośrednich dowodów klinicznych wymaga ostrożności.

7.2. Dostępne preparaty immunoterapeutyczne

Dane z badań klinicznych

SCIT: Bousquet i wsp. ^[35] w badaniu DBPC z ekstraktem J. ashei (Alustal® 100 IR) u 40 pacjentów wykazali 41% poprawę wyniku objawów zapalenia spojówek (p<0,02).

SLIT: Ariano i wsp. ^[36] w badaniu DBPC z SLIT C. arizonica u 20 pacjentów wykazali istotne obniżenie wyników objawowych (p<0,05) i podwyższenie progu prowokacji nosowej (p<0,01). Di Rienzo i wsp. ^[37] w DBPC z SLIT wysokodawkową J. ashei u 34 pacjentów wykazali istotną poprawę jakości życia (RQLQ).

Ochrona krzyżowa: Analiza japońskich badań SLIT z tabletkami C. japonica (Cedarcure®) wykazała skuteczne tłumienie objawów pollinozy cyprysika japońskiego, potwierdzając kliniczną istotność immunologicznej reaktywności krzyżowej ^[4]. W części analiz opisywano jednak mniejszą skuteczność w sezonie pylenia cyprysika, co może sugerować niepełną ochronę krzyżową.

Przyszłe kierunki

Immunoterapia rekombinantowa oparta na rCup a 1 napotyka ograniczenia: glikozylacja jest kluczowa dla wiązania IgE (14/17 surowic reagowało wyłącznie z formą natywną glikozylowaną) ^[22]. Ekspresja w Pichia pastoris stanowi alternatywę. Trwające badanie NCT04898283 dotyczy podskórnej immunoterapii mieszaniną alergoidu Cupressaceae i traw, a planowana liczba uczestników wynosi 180 ^[48], co może dostarczyć silniejszych dowodów.

Farmakoterapia i postępowanie kliniczne

Postępowanie farmakologiczne w pollinozie cisa/Cupressaceae powinno opierać się na wytycznych ARIA 2024–2025 ^[38] oraz Standardach w Alergologii PTA (III wydanie) ^[39].

Strategia step-up

Objawy łagodne: doustny antyhistaminik II generacji (cetyrizyna 10 mg, lewocetyryzyna 5 mg, bilastyna 20 mg) ± donosowy kortykosteroid (INCS). Objawy umiarkowane/ciężkie: kombinacja INAH + INCS (azelastyna/flutykazon – Dymista®) + doustny antyhistaminik ^[38]. Współistniejąca astma: postępowanie powinno być zgodne z aktualnymi wytycznymi leczenia astmy; podstawę stanowią wziewne kortykosteroidy, a LTRA można rozważyć u wybranych chorych ^[49]. Niewystarczająca kontrola: rozważyć immunoterapię (SCIT lub SLIT z ekstraktem Cupressaceae) ^[39, 40].

Unikanie alergenu

Strategie unikania ekspozycji obejmują: monitorowanie prognoz pyłkowych (serwisy: Ośrodek Badania Alergenów Środowiskowych, komunikaty pyłkowe uczelni w Rzeszowie, Lublinie, Krakowie); zamykanie okien w lutym–marcu; stosowanie filtrów HEPA; okulary ochronne; filtry donosowe mechaniczne. Dodatkowe zalecenie urbanistyczne: unikanie sadzenia męskich osobników cisu w przestrzeniach publicznych ^[13, 15].

Podsumowanie i wnioski dla praktyki klinicznej

Alergia na pyłek cisu (Taxus) stanowi rozpoznawalną, lecz niedostatecznie zbadaną i niedodiagnozowaną jednostkę w spektrum pollinozy Cupressales. Przełomowe badanie z Poznania ^[1] wykazujące 94% podobieństwa alergenu grupy 1 cisu do Cup a 1 umocniło podstawy molekularne oczekiwanej reaktywności krzyżowej, lecz jednocześnie ujawniło paradoks diagnostyczny – niski poziom tego białka w pyłku cisu sugeruje, że standardowe narzędzia oparte na Cup a 1 mogą nie wykrywać wszystkich przypadków uczulenia.

Dla praktykujących alergologów kluczowe wnioski obejmują: (1) u pacjentów z objawami w lutym–marcu niewyjaśnionymi standardowymi alergenami wczesnowiosennymi – szczególnie przy ekspozycji na cis – należy rozważyć diagnostykę w kierunku Cupressaceae (sIgE t222, nCup a 1) ^[30, 32]; (2) ujemny wynik nCup a 1 nie wyklucza uczulenia na cis ^[1]; (3) w sytuacji potwierdzonego uczulenia na Cupressaceae z istotną ekspozycją na cis, immunoterapia ekstraktami Cupressaceae może być rozważana jako racjonalne, choć nie potwierdzone bezpośrednimi badaniami, podejście terapeutyczne ^{[35, 36, 37]}; (4) istnieje pilna potrzeba opracowania swoistych reagentów diagnostycznych dla Taxus oraz przeprowadzenia badań epidemiologicznych w Polsce.

Niniejszy przegląd ujawnia znaczące luki w wiedzy: brak jakichkolwiek zarejestrowanych alergenów Taxus w bazie WHO/IUIS ^[3], brak komercyjnych testów diagnostycznych, brak powszechnie zaakceptowanych progów klinicznych stężeń pyłku, brak raportów przypadków zawodowych i brak polskich danych epidemiologicznych. Każdy z tych obszarów stanowi potencjalny kierunek przyszłych badań.

Bibliografia

Źródła naukowe

1. Wieczorek O, Frątczak A, Grewling Ł. Allergenic potential of ornamental Cupressales species and its consequences for urban planting. Sci Rep 2026; 16(1). doi:10.1038/s41598-026-40332-w
2. Puc M, Kotrych D, Malkiewicz M, et al. Yew and juniper pollen season in the air of Poland in 2019. Alergoprofil 2019; 15(2): 17–22.
3. WHO/IUIS Allergen Nomenclature Sub-committee. Allergen nomenclature database. Dostępne: https://allergen.org [dostęp: marzec 2026].
4. Charpin D, Pichot C, Belmonte J, et al. Cypress Pollinosis: from Tree to Clinic. Clin Rev Allergy Immunol 2019; 56(2): 174–195.
5. Grewling Ł, Jackowiak B, Nowak M, et al. Aerobiology in Poland: Achievements and challenges. Acta Soc Bot Pol 2023; 92: 172278.
6. Vanhaelen M, Duchateau J, Vanhaelen-Fastré R, et al. Taxanes in Taxus baccata pollen: cardiotoxicity and/or allergenicity? Planta Med 2002; 68(1): 36–40.
7. Maguchi S, Fukuda S. Taxus cuspidata (Japanese yew) pollen nasal allergy. Auris Nasus Larynx 2001; 28(Suppl): S43–S47.
8. Seneta W, Dolatowski J. Dendrologia. Wyd. Naukowe PWN, Warszawa 2012.
9. Hesse M, Halbritter H, Zetter R, et al. Pollen Terminology: An Illustrated Handbook. Springer, Wien 2009.
10. Thomas PA, Polwart A. Taxus baccata L. (Biological Flora of the British Isles). J Ecol 2003; 91: 489–524.
11. Iszkuło G, Pers-Kamczyc E, Nalepka D, et al. Genetic variation in Taxus baccata L.: A case study supporting Poland’s protection and restoration program. Forest Ecol Manag 2017; 409: 148–160.
12. Samson R, Ningal TF, Tiwary A, et al. Tree pollen allergy risks and changes across scenarios in urban green spaces in Brussels, Belgium. Landscape Urban Plan 2021; 207: 104005.
13. Lorenzoni-Chiesura F, Giorato M, Marcer G. Allergy to pollen of urban cultivated plants. Aerobiologia 2000; 16(3): 313–316.
14. Ślusarczyk J, Kopacz-Bednarska A, et al. Occupational exposure to airborne pollen and associated health risks among gardeners: a perception-based survey. Environ Sci Pollut Res 2022; 29: 71826–71838.
15. Ogren TL. The Allergy-Fighting Garden. Ten Speed Press, Berkeley 2015.
16. Szczepanek K. Pollen calendar for Cracow (southern Poland), 1982–1991. Aerobiologia 1994; 10(1): 65–70.
17. Kalinowska E, Lipiec A, Puc M, et al. Analiza stężenia pyłku cisu/jałowca w wybranych miastach Polski w 2007 r. Alergoprofil 2007; 3(3): 55–60.
18. Ślusarczyk J, Kopacz-Bednarska A, Posłowska J. Charakterystyka sezonów pylenia jesionu, klonu, cisu/jałowca i wierzby w powietrzu Kielc w 2021 roku. Alergoprofil 2021; 17(4): 44–51.
19. Gehrig R, Clot B. 50 Years of Pollen Monitoring in Basel (Switzerland) Demonstrate the Influence of Climate Change on Airborne Pollen. Front Allergy 2021; 2: 677159.
20. Tomczyk S, Werner M, Malkiewicz M, et al. Influence of meteorological conditions and climate on pollen season of the early-flowering woody taxa in Poland, Central Europe. Int J Biometeorol 2025; 69: 2781–2793. doi:10.1007/s00484-025-02995-4
21. Mercuri AM, Torri P, Casini E, Olmi L. Climate warming and the decline of Taxus airborne pollen in urban pollen rain (Emilia Romagna, northern Italy). Plant Biol 2013; 15(Suppl.1): 70–82.
22. Aceituno E, Del Pozo V, Minguez A, et al. Molecular cloning of major allergen from Cupressus arizonica pollen: Cup a 1. Clin Exp Allergy 2000; 30(12): 1750–1758.
23. Togawa A, Panzani RC, Garza MA, et al. Identification of Italian cypress (Cupressus sempervirens) pollen allergen Cup s 3 using homology and cross-reactivity. Ann Allergy Asthma Immunol 2006; 97(3): 336–342.
24. Pico de Coaña Y, Parody N, Fonseca J, et al. Molecular cloning and characterization of Cup a 4, a new allergen from Cupressus arizonica. Biochem Biophys Res Commun 2010; 401(3): 451–457.
25. Ehrenberg AE, Klingebiel C, Östling J, et al. Characterization of a 7 kDa pollen allergen belonging to the gibberellin-regulated protein family from three Cupressaceae species. Clin Exp Allergy 2020; 50: 1–10.
26. Barré A, Simplicien M, Benoist H, et al. Identification of Potential IgE-Binding Epitopes Contributing to the Cross-Reactivity of the Major Cupressaceae Pectate-Lyase Pollen Allergens (Group 1). Allergies 2022; 2(3): 106–118.
27. Pichler U, Hauser M, Wolf M, et al. Pectate lyase pollen allergens: sensitization profiles and cross-reactivity pattern. PLoS One 2015; 10(5): e0120038.
28. Ferrante G, Arena A, Ferrara M, et al. An epidemiological survey of Cupressaceae pollenosis in Italy. J Investig Allergol Clin Immunol 2002; 12(4): 287–292.
29. Samoliński B, Raciborski F, Lipiec A, et al. Epidemiologia Chorób Alergicznych w Polsce (ECAP). Alergologia Polska 2014; 1(1): 10–18.
30. Thermo Fisher Scientific. ImmunoCAP Allergen Encyclopedia: t226 Cup a 1. Dostępne: thermofisher.com [dostęp: marzec 2026].
31. Weber RW. Cross-reactivity of pollen allergens: impact on allergen immunotherapy. Ann Allergy Asthma Immunol 2007; 99: 203–212.
32. Mari A, Di Felice G, Afferni C, et al. Assessment of skin prick test and serum specific IgE detection in the diagnosis of Cupressaceae pollinosis. J Allergy Clin Immunol 1996; 98: 21–31.
33. Arilla MC, Ibarrola I, Mir A, et al. Quantification of the major allergen from cypress (Cupressus arizonica) pollen, Cup a 1, by monoclonal antibody-based ELISA. Int Arch Allergy Immunol 2004; 134(1): 10–16.
34. Augé J, Vent J, Agache I, et al. EAACI Position paper on the standardization of nasal allergen challenges. Allergy 2018; 73: 1597–1608.
35. Charpin D, Gouitaa M, Dron-Gonzalvez M, et al. Immunotherapy with an Aluminum Hydroxide-Adsorbed Juniperus ashei Pollen Extract in Patients Allergic to Cupressaceae Pollens. Int Arch Allergy Immunol 2007; 143(2): 83–91. doi:10.1159/000098656
36. Ariano R, Panzani RC, Chiapella M, et al. Efficacy of sublingual immunotherapy with Cupressus arizonica in allergic rhinitis: a double-blind, placebo-controlled study. Allergol Immunopathol (Madr) 2001; 29: 238–244.
37. Vervloet D, Birnbaum J, Laurent P, et al. Safety and Efficacy of Juniperus ashei Sublingual-Swallow Ultra-Rush Pollen Immunotherapy in Cypress Rhinoconjunctivitis: A Double-Blind, Placebo-Controlled Study. Int Arch Allergy Immunol 2007; 142(3): 239–246. doi:10.1159/000097026
38. Sousa-Pinto B, Bousquet J, et al. Allergic Rhinitis and Its Impact on Asthma (ARIA)-EAACI Guidelines-2024-2025 Recommendations for Intranasal Treatment. Allergy 2025 [online ahead of print]. doi:10.1111/all.70131
39. Kruszewski J, Kowalski ML, Kulus M (red.). Standardy w Alergologii. Część 1. Wyd. III. Polskie Towarzystwo Alergologiczne, Kraków 2019.
40. Pfaar O, Bachert C, Bufe A, et al. Guideline on allergen-specific immunotherapy in IgE-mediated allergic diseases. Allergo J Int 2014; 23: 282–319.

Pozostałe źródła

1. AirAllergy Belgium (Sciensano). Yew and Cypress family (Taxus baccata and Cupressaceae). Dostępne: airallergy.sciensano.be [dostęp: marzec 2026].
2. Strefa Alergii. Cis pyli, ale czy uczula? Dostępne: strefaalergii.pl [dostęp: marzec 2026].
3. Allergy Resources UK. Yew Tree Pollen Allergy. Dostępne: allergyresources.co.uk [dostęp: marzec 2026].
4. Piotrowska-Weryszko K, Weryszko-Chmielewska E. The airborne pollen calendar for Lublin, central-eastern Poland. Ann Agric Environ Med 2014; 21(3): 541–545.
5. Szmaragdowe Ogrody. Cis pośredni – Wojtek – Taxus × media. Opis odmiany. Dostępne: szmaragdoweogrody.pl [dostęp: marzec 2026].
6. Claritine.pl (Bayer). Alergia na pyłki roślin – kalendarz pylenia. Dostępne: claritine.pl [dostęp: marzec 2026].
7. Thermo Fisher Scientific. ImmunoCAP Allergen Encyclopedia – wybrane indeksy dla diagnostyki Cupressaceae/Taxaceae (t17, t222, t6, t226). Dostępne: thermofisher.com/phadia [dostęp: marzec 2026].
8. ClinicalTrials.gov. NCT04898283. Efficacy and Safety Evaluation of the Treatment of Allergy Against Cupressaceae and Grasses. Ostatnia aktualizacja: 13 maja 2025. Dostępne: clinicaltrials.gov [dostęp: marzec 2026].
9. Global Initiative for Asthma. Global Strategy for Asthma Management and Prevention, 2025 update. Dostępne: ginasthma.org [dostęp: marzec 2026].