Zwierzęta domowe a przeszczep płuc – czy można, jakie ryzyko, jakie zasady

Co znajdziesz w tym artykule

1. Dlaczego to pytanie jest ważniejsze niż się wydaje
2. Co mówią międzynarodowe wytyczne
3. Dwa badania, które zmieniają perspektywę
4. Dlaczego przeszczepione płuco jest wyjątkowo wrażliwe
5. Psy – najczęstszy towarzysz, ale z zastrzeżeniami
6. Koty – toksoplazmoza, bartoneloza i zasada kuwety
7. Ptaki – kategoria najwyższego ryzyka dla biorców LTx
8. Gady i płazy – jednoznaczna rekomendacja
9. Ryby akwariowe – ryzyko małe, ale realne
10. Gryzonie – tragiczna lekcja z LCMV
11. Konie i stajnia – Rhodococcus equi
12. Zwierzęta gospodarskie – gorączka Q, Orf, kryptosporydioza
13. Egzotyka – od jeży po naczelne
14. Zasady ogólne i hierarchia ryzyka
15. Co zrobić, gdy zwierzę Cię ugryzie lub podrapie
16. Polska perspektywa
17. Podsumowanie – co warto zapamiętać
18. Bibliografia

Dlaczego to pytanie jest ważniejsze niż się wydaje

Decyzja o tym, czy po przeszczepie płuc zatrzymać psa, kota lub inne zwierzę, wygląda na sprawę prozaiczną – dopóki się w nią nie zagłębimy. Dla wielu biorców to pytanie ma wagę porównywalną z pytaniem o pracę, związek czy miejsce zamieszkania. Dla części osób zwierzę to codzienne źródło ruchu, rytm dnia, motywacja do rehabilitacji, a czasem – zwłaszcza dla samotnych pacjentów – główny towarzysz powrotu do zdrowia. Z drugiej strony transplantacja płuc jest jedną z najbardziej wymagających procedur medycznych, a ekspozycje zakaźne, które dla zdrowego człowieka bywają niegroźne, u osoby w immunosupresji mogą stać się śmiertelne.

Dodatkową trudnością jest to, że zalecenia, które krążą między pacjentami a personelem medycznym, bywają bardzo różne – od kategorycznych zakazów po swobodne „proszę po prostu myć ręce”. Nic dziwnego, że wiele osób po przeszczepie jest zdezorientowanych. Ten artykuł ma porządkować ten chaos: pokazać, co faktycznie wynika z dostępnych badań, co zalecają największe międzynarodowe towarzystwa transplantacyjne i gdzie kończy się wiedza, a zaczyna ostrożne założenie.

Najważniejsza myśl całego tekstu

Międzynarodowy konsensus – oparty na wytycznych Amerykańskiego Towarzystwa Transplantacyjnego (AST), stanowisku amerykańskich CDC oraz dwóch najczęściej cytowanych badaniach przeprowadzonych u biorców przeszczepu płuc – jest jednoznaczny: większość zwierząt domowych można zatrzymać po transplantacji, pod warunkiem ścisłego przestrzegania zasad higieny. Nie wszystkie zwierzęta są jednak równie bezpieczne, a przeszczepione płuco ma swoje szczególne wrażliwości, o których mało kto mówi wprost.

Co mówią międzynarodowe wytyczne

Amerykańskie Towarzystwo Transplantacyjne (AST) – dokument odniesienia

Najbardziej autorytatywny dokument dotyczący bezpiecznego życia po transplantacji – w tym kontaktu ze zwierzętami – został opracowany przez Infectious Diseases Community of Practice przy Amerykańskim Towarzystwie Transplantacyjnym. Publikacja Avery i Michaels z 2019 roku w czasopiśmie Clinical Transplantation jest dziś punktem odniesienia dla zespołów transplantacyjnych na całym świecie [1]. Sformułowanie centralne tego dokumentu brzmi prosto, ale wymaga uważnego czytania: zespół medyczny powinien równoważyć psychologiczne korzyści z posiadania zwierzęcia z potencjalnym ryzykiem przeniesienia zakażenia. Innymi słowy – nie chodzi o wyeliminowanie ryzyka, bo to niemożliwe, tylko o to, by z kilkoma mądrymi środkami ostrożności pozostać po stronie korzyści.

W praktyce wytyczne AST mówią rzeczy następujące: biorca nie musi oddawać już posiadanego zwierzęcia; powinien myć ręce po każdym kontakcie; obowiązki związane ze sprzątaniem kuwety, klatki czy akwarium powinien przejąć ktoś inny z domowników; przez pierwsze sześć do dwunastu miesięcy po transplantacji nie należy nabywać nowych zwierząt; należy unikać zwierząt bezdomnych i naczelnych. Fundamentalny przegląd Kotton z 2007 roku w Clinical Infectious Diseases [2], na którym opiera się cała późniejsza literatura, formułuje tę samą myśl inaczej: najważniejszym narzędziem profilaktyki jest edukacja pacjenta, a nie usunięcie zwierzęcia z domu.

Amerykańskie CDC – program „Healthy Pets, Healthy People”

Amerykańskie Centra Kontroli i Prewencji Chorób (CDC) prowadzą program informacyjny „Zdrowe zwierzęta, zdrowi ludzie” skierowany do osób o podwyższonym ryzyku – w tym biorców przeszczepów. Stanowisko CDC jest bardzo zbliżone do AST: biorca przeszczepu jest uznawany za osobę w grupie wyższego ryzyka, ale oddanie zwierzęcia nie jest standardem postępowania. CDC wskazuje wprost, że osoby z osłabioną odpornością nie muszą unikać wszelkiego kontaktu ze zwierzętami, powinny jednak znać ryzyka i podejmować środki ostrożności. Kluczem jest staranna higiena, regularna opieka weterynaryjna, unikanie wybranych wysokoryzykownych gatunków i ekspozycji (zwłaszcza gady, płazy, gryzonie i drób przydomowy) oraz delegowanie obowiązków związanych z odchodami zwierząt innym domownikom [41].

ISHLT, ESOT, ESCMID – wymowny brak dedykowanych wytycznych

Warto w tym miejscu zaznaczyć coś, co jest w samej literaturze znaczące: ani Międzynarodowe Towarzystwo Transplantacji Serca i Płuc (ISHLT), ani Europejskie Towarzystwo Transplantacyjne (ESOT), ani ESCMID nie opublikowały łatwo dostępnego, odrębnego dokumentu poświęconego wyłącznie zwierzętom domowym u biorców przeszczepu płuc. W praktyce klinicznej głównym punktem odniesienia pozostają więc wytyczne AST oraz materiały CDC. Europejskie badanie ankietowe z 2022 roku, opublikowane w Frontiers in Veterinary Science [4], pokazało, że aż 61% europejskich ośrodków transplantacyjnych nie dysponuje w ogóle lokalnymi zaleceniami dotyczącymi zwierząt, a 58% lekarzy prowadzących biorców uznało dostępne dowody naukowe za „zbyt skąpe” do formułowania stanowczych rekomendacji. Ta luka w literaturze jest istotna – będziemy do niej wracać w kolejnych rozdziałach.

W skrócie

Międzynarodowy konsensus: nie oddawaj zwierzęcia z powodu samego przeszczepu. Zamiast tego nauczycie się oboje nowych zasad, a zespół transplantacyjny powinien z Tobą o tym porozmawiać tak samo uważnie, jak o diecie czy lekach.

Dwa badania, które zmieniają perspektywę

W piśmiennictwie poświęconym biorcom przeszczepu płuc najczęściej przywoływane są dwa badania, które wprost analizowały posiadanie zwierząt domowych po LTx. Warto przyjrzeć się obu, bo to na nich opiera się znaczna część późniejszej argumentacji.

Zurych 2006 – badanie Irani i współpracowników

Zespół Szpitala Uniwersyteckiego w Zurychu przebadał 104 osoby po przeszczepie płuc (odsetek odpowiedzi na ankietę wyniósł 86%, co jest bardzo dobrym wynikiem metodologicznym). Wyniki opublikowano w American Journal of Transplantation w 2006 roku [5]. Okazało się, że 52% badanych – czyli ponad połowa – posiadało w domu zwierzę. Badacze porównali obie grupy: osoby ze zwierzętami i bez.

Wynik pierwszy, najważniejszy: nie stwierdzono żadnej różnicy w powikłaniach somatycznych. Tak samo wyglądała funkcja płuc, tak samo częstotliwość antybiotykoterapii, tak samo liczba hospitalizacji, klirens kreatyniny i BMI. Wynik drugi: osoby ze zwierzętami miały istotnie statystycznie wyższą jakość życia. Wskaźnik satysfakcji życiowej wynosił u nich 79 wobec 65 (p=0,04), wskaźnik optymizmu 32 wobec 29 (p=0,006), a postrzegane wsparcie społeczne również było wyższe. Autorzy kończą pracę zdaniem, które warto zacytować niemal dosłownie: wiele ośrodków przestrzega przed zwierzętami, jednak dane, które miałyby uzasadniać tę rekomendację, po prostu nie istnieją.

Hanower 2014 – duża kohorta obserwacyjna

Osiem lat później zespół Hannover Medical School opublikował w Clinical Research in Pulmonology [6] analizę 517 biorców LTx – dużą kohortę obserwacyjną, często przywoływaną w tej tematyce. Około jedna czwarta uczestników miała zwierzę w domu: najczęściej psa, rzadziej kota. Ponownie porównano obie grupy. Nie stwierdzono istotnych różnic w wynikach klinicznych: w wartości FEV1 (p=0,73), w liczbie epizodów odrzucania (p=0,22), w rozwoju przewlekłej dysfunkcji przeszczepu BOS (p=0,12) ani w liczbie hospitalizacji (p=0,81). Zaobserwowano natomiast, że osoby ze zwierzętami były częściej aktywne fizycznie (iloraz szans 2,04; p=0,02) – co ma bezpośrednie znaczenie dla rehabilitacji po przeszczepie, w której regularny ruch jest jednym z najważniejszych czynników długoterminowego rokowania.

Co z tego wynika

Dwa najczęściej cytowane badania u biorców przeszczepu płuc idą w tę samą stronę: posiadanie zwierzęcia nie wiązało się w nich z gorszymi wynikami klinicznymi, a wiązało się z lepszą jakością życia lub większą aktywnością fizyczną. To bardzo ważny punkt wyjścia – ale też należy być uczciwym: są to badania obserwacyjne, jednoośrodkowe, nie randomizowane. Pokazują one, że biorcy przeszczepu płuc, którzy żyją ze zwierzętami i przestrzegają zasad higieny, nie muszą być w gorszej sytuacji niż ci bez zwierząt. Nie pokazują natomiast, że można lekceważyć zasady bezpieczeństwa.

Dlaczego przeszczepione płuco jest wyjątkowo wrażliwe

Zanim przejdziemy do poszczególnych gatunków, warto zatrzymać się nad jednym z najważniejszych faktów, który odróżnia transplantację płuc od wszystkich innych przeszczepów narządów litych: przeszczepione płuco ma z otoczeniem kontakt, jakiego nie ma żaden inny przeszczepiony narząd. Nerka, wątroba, serce czy trzustka są zamknięte w głębi ciała i oddzielone od środowiska zewnętrznego skórą, powięziami i naczyniami. Płuco – z definicji – otwiera się na powietrze przy każdym wdechu. Każda bakteria, każdy zarodnik grzyba, każdy wirus unoszący się w powietrzu, które wdycha biorca, trafia wprost na powierzchnię przeszczepu.

Do tego dochodzą trzy mniej oczywiste problemy. Pierwszy: przeszczepione płuco jest odnerwione. Podczas zabiegu przecinane są gałęzie nerwu błędnego, a nowe połączenia już się nie odtwarzają. To oznacza, że normalny odruch kaszlu, który u zdrowego człowieka jest pierwszą linią obrony przed wniknięciem patogenu głębiej w drogi oddechowe, jest w przeszczepionym płucu znacznie osłabiony lub nieobecny. Drugi problem: zaburzony transport śluzowo-rzęskowy. Uszkodzenie niedokrwienne błony śluzowej oskrzeli w okresie okołooperacyjnym oraz odnerwienie powodują, że śluz gorzej przesuwa się ku krtani, a to on jest w zdrowych płucach jednym z podstawowych mechanizmów oczyszczania. Trzeci problem: przerwany drenaż limfatyczny. W trakcie zabiegu przecinane są naczynia chłonne, przez co lokalny nadzór immunologiczny ulega zaburzeniu.

Na to wszystko nakłada się jeszcze jeden czynnik: biorcy przeszczepu płuc otrzymują większe dawki immunosupresji niż biorcy nerek, wątroby czy serca. Wynika to z faktu, że płuco jest narządem szczególnie podatnym na odrzucanie, a przewlekła dysfunkcja przeszczepu (CLAD/BOS) jest u tych pacjentów główną przyczyną długoterminowej śmiertelności. Mediana przeżycia po LTx pozostaje najniższa spośród wszystkich przeszczepów narządowych – około 6,5 roku – właśnie ze względu na splot tych czynników [7].

Praktyczna konsekwencja

Dla biorcy nerki kontakt z ptakiem oznacza głównie ryzyko jelitowe (Salmonella z odchodów). Dla biorcy przeszczepu płuc ten sam kontakt oznacza bezpośrednie narażenie oddechowe na Chlamydia psittaci, Cryptococcus neoformans, zarodniki Aspergillus i białka ptasie mogące wywołać alergiczne zapalenie pęcherzyków płucnych. To dlatego zalecenia ogólne dla biorców narządów nie są w pełni wystarczające dla biorcy LTx – niektóre ryzyka trzeba traktować poważniej.

Psy – najczęstszy towarzysz, ale z zastrzeżeniami

Psy są w badaniach Irani i Kuglera najczęściej posiadanym zwierzęciem wśród biorców przeszczepu płuc – i jest to dobra wiadomość, bo z punktu widzenia ryzyka zoonoz dorosły, zdrowy, regularnie szczepiony pies jest jednym z najbezpieczniejszych możliwych towarzyszy. Nie znaczy to jednak, że nie ma o czym mówić. Wręcz przeciwnie – psy są źródłem patogenów, które u biorcy LTx wymagają szczególnej uwagi.

Bordetella bronchiseptica – patogen, o którym trzeba wiedzieć

Jeśli w całym artykule mielibyśmy wymienić jeden patogen, o którym biorca przeszczepu płuc żyjący z psem powinien wiedzieć, to byłaby to właśnie Bordetella bronchiseptica – pałeczka krztuśca psiego, bliska kuzynka ludzkiego krztuśca. U psów odpowiada za tzw. kaszel kenelowy (tracheobronchitis zakaźny) – chorobę zazwyczaj łagodną u zdrowego psa, ale potencjalnie groźną u człowieka z osłabioną odpornością. Co więcej, dla biorcy LTx jest to patogen o szczególnej wadze, ponieważ atakuje dokładnie ten narząd, którego najbardziej chcemy chronić.

W publikacji Ner i współpracowników z Pediatric Transplantation z 2003 roku [8] opisano dwóch biorców LTx (10 i 15 lat, obaj z mukowiscydozą), u których doszło do zakażenia B. bronchiseptica od domowych psów. Jeden z pacjentów zmarł z powodu postępującej niewydolności oddechowej. Opisywano również przypadki u biorców innych narządów – m.in. śmiertelne zapalenie płuc u biorcy serca [9]. Nie jest to zatem ryzyko teoretyczne.

Uwaga – szczepionka donosowa dla psa

Popularne szczepionki donosowe przeciwko kaszlowi kenelowemu (np. Nobivac KC, Bronchi-Shield) zawierają żywe, atenuowane szczepy Bordetella bronchiseptica. Zaszczepiony pies może wydalać szczep szczepionkowy przez do sześciu tygodni po aplikacji. W 2023 roku opublikowano w czasopiśmie Journal of Clinical Microbiology [10] pierwszy udokumentowany przypadek przeniesienia szczepu szczepionkowego na człowieka w immunosupresji – identyfikacja genetyczna potwierdziła, że patogen pochodził wprost ze szczepionki. W charakterystyce produktu i ulotkach tych preparatów zaleca się, aby osoby z obniżoną odpornością unikały kontaktu ze szczepionką i z zaszczepionym psem przez sześć tygodni po szczepieniu donosowym. U psa mieszkającego z biorcą LTx warto omówić z lekarzem weterynarii wybór preparatu i drogi podania tak, by możliwie ograniczyć ekspozycję domownika pozostającego w immunosupresji.

Capnocytophaga canimorsus – bakteria, o której mało się mówi

Capnocytophaga canimorsus to bakteria będąca normalnym składnikiem flory jamy ustnej u około 74% zdrowych psów i 57% zdrowych kotów. U zdrowego człowieka po ugryzieniu zwykle nic się nie dzieje. U osoby z osłabioną odpornością – w tym u biorcy przeszczepu – może wywołać piorunującą sepsę z niewydolnością wielonarządową. Co istotne, do zakażenia nie jest konieczne klasyczne ugryzienie: w przeglądzie literatury około 27% opisanych przypadków dotyczyło osób, które miały jedynie lizanie przez psa lub kontakt ze śliną bez widocznej rany [11]. Śmiertelność w postaci ciężkiej sięga 25–30%. W 2026 roku opisano pierwszy przypadek zapalenia otrzewnej wywołanego C. canimorsus u biorcy jednoczesnego przeszczepu wątroby i nerki [12].

Wniosek praktyczny jest prosty, choć emocjonalnie niełatwy: nie pozwalaj psu lizać się po twarzy, ranach ani po błonach śluzowych. To nie znaczy, że pies nie może Cię witać – znaczy to tylko, że trzeba wprowadzić nawyk odwracania głowy i nauczyć psa witania bez lizania twarzy. Dla wielu właścicieli to najtrudniejsza zmiana, ale też jedna z najważniejszych.

Pasteurella multocida, gronkowce, MRSA

Pasteurella multocida jest obecna w jamie ustnej 20–50% psów i 70–90% kotów. Po ugryzieniu może powodować zapalenie tkanek miękkich, a w skrajnych przypadkach zapalenie stawów, płuc czy sepsę. U biorcy przeszczepu próg włączenia antybiotyku po ugryzieniu przez psa lub kota powinien być niższy niż u osoby zdrowej – zwykle stosuje się amoksycylinę z kwasem klawulanowym. O samym postępowaniu po ugryzieniu piszemy szerzej w rozdziale poświęconym temu tematowi.

Problem MRSA (metycylinoopornego gronkowca złocistego) u psów jest często niewłaściwie rozumiany. W rzeczywistości przenoszenie MRSA między psem a człowiekiem przebiega znacznie częściej w kierunku człowiek → pies niż odwrotnie. Nosicielstwo MRSA u zdrowych psów jest rzadkie (ok. 0,66%), natomiast psy mogą „odbierać” MRSA od swoich chorych właścicieli i później stawać się rezerwuarem. Jeśli pies biorcy ma aktywne zakażenie MRSA lub MRSP (gronkowca pseudointermedius), rozsądnie jest czasowo ograniczyć kontakt do czasu wyleczenia zwierzęcia.

Pasożyty, Campylobacter, Salmonella – dlaczego szczenięta są ryzykiem

W pierwszym roku życia pies znacznie częściej wydala w kale pasożyty (Toxocara canis, Giardia, Cryptosporidium) oraz bakterie (Campylobacter, Salmonella) niż pies dorosły. To jedna z głównych przyczyn, dla których międzynarodowe wytyczne odradzają biorcom przeszczepu nabywanie bardzo młodych zwierząt – szczególnie poniżej szóstego miesiąca życia. U dorosłego, regularnie odrobaczanego psa ryzyko jest wielokrotnie mniejsze. Regularna profilaktyka przeciwpasożytnicza u psa (najlepiej co trzy miesiące) i systematyczne badania kału są jednym z podstawowych filarów bezpieczeństwa w domu biorcy LTx.

Surowa dieta psa – kategorycznie nie

Popularność diet surowego mięsa (BARF, raw food) w ostatnich latach wzrosła, ale dla psów biorców przeszczepu jest to opcja bezwzględnie przeciwwskazana. Badania wykazały, że surowe mięso karmowe jest zanieczyszczone Salmonellą w 7–80% próbek [13], a psy karmione tą dietą wydalają w kale wielooporne szczepy Salmonelli i Campylobacter, które następnie przenoszą się na ludzi kontaktujących się z nimi [14]. Jeśli Twój pies je dotąd dietę BARF – to jeden z pierwszych elementów, który należy zmienić przed przeszczepem lub tuż po nim. Wybierz karmy komercyjne, pełnoporcjowe, lub dietę gotowaną. Zdrowa, bezpieczna i smaczna.

Szczenięta, psy z hodowli, psy ze schroniska

Oddzielnym pytaniem, z którym przychodzą pacjenci, jest to, czy można w okresie potransplantacyjnym przygarnąć nowego psa. Odpowiedź wynikająca z wytycznych AST jest niemal jednoznaczna: nie w pierwszym roku po przeszczepie, a jeśli już później – to raczej psa dorosłego, ustabilizowanego, z udokumentowanym stanem zdrowia, profilaktyką przeciwpasożytniczą i bez aktywnych zmian skórnych. Psy ze schroniska nie są per se wykluczone, ale wymagają szczególnie starannego badania weterynaryjnego przed wprowadzeniem do domu.

Koty – toksoplazmoza, bartoneloza i zasada kuwety

Koty są drugim najczęstszym domowym zwierzęciem u biorców przeszczepu płuc – i są w pewnym sensie trudniejsze niż psy, bo wiąże się z nimi kilka patogenów, które mają bezpośredni związek z transplantacją narządów. To jednak absolutnie nie oznacza, że trzeba oddawać kota po otrzymaniu nowych płuc.

Toxoplasma gondii – klasyk, który trzeba zrozumieć dokładnie

Toxoplasma gondii to pasożyt, którego kot jest jedynym ostatecznym gospodarzem. Oznacza to, że tylko w jelicie kota pasożyt może przejść pełen cykl rozwojowy i wytwarzać formy przetrwalnikowe (oocysty), które trafiają do kału. Ten pozornie techniczny fakt ma ogromne znaczenie praktyczne. Po pierwsze: kot wydala oocysty tylko przez krótki czas – zwykle jeden do trzech tygodni po pierwszym kontakcie z pasożytem w życiu (zwykle jako młode zwierzę łapiące ptaki lub gryzonie). Kot, który całe życie mieszkał w mieszkaniu i jadał karmę puszkową, ma bardzo małe szanse być źródłem toksoplazmozy.

Po drugie – i to jest kluczowe dla praktycznej higieny – oocysty wydalone w kale kota nie są od razu zakaźne. Potrzebują 24 godzin, żeby dojrzeć i stać się zdolne do zakażenia człowieka. Jeśli więc kuweta jest sprzątana codziennie, oocysty są usuwane zanim staną się zagrożeniem. To jest naukowa podstawa głównej zasady higieny dla biorców przeszczepu posiadających kota:

Zasada kuwety

Kuweta powinna być sprzątana codziennie, najlepiej przez innego członka rodziny. Jeśli biorca musi sprzątać kuwetę sam – to w jednorazowych rękawiczkach, z następującym po tym dokładnym umyciem rąk. Kuwetę warto ustawić z dala od kuchni i miejsc przechowywania żywności.

W kontekście transplantacji toksoplazmoza zasługuje na osobny komentarz, który nie jest związany bezpośrednio z kotem. U biorców, którzy otrzymali narząd od dawcy zakażonego (serologicznie dodatniego) przy własnej serologii ujemnej (tzw. konfiguracja D+/R−), może dojść do aktywacji pasożyta obecnego w samym przeszczepionym narządzie – niezależnie od tego, czy biorca ma kota, czy nie. Takie przypadki, choć rzadkie, przebiegają ciężko. Z tego powodu zespoły transplantacyjne rutynowo stosują w tej konfiguracji profilaktykę trymetoprimem z sulfametoksazolem, która skutecznie chroni także przed ewentualną toksoplazmozą z kontaktu ze środowiska [15]. Praktyczny wniosek dla biorcy: jeśli już przyjmujesz TMP-SMX z innych wskazań, masz równocześnie zabezpieczenie przed toksoplazmozą.

Bartonella henselae – choroba kociego pazura

Bartonella henselae to bakteria, którą koty przenoszą między sobą przez pchły. U człowieka zdrowego wywołuje „chorobę kociego pazura” – samoograniczające powiększenie węzłów chłonnych po zadrapaniu. U biorcy przeszczepu obraz może być dramatycznie inny. W największej serii opisanej przez Psarrosa i współpracowników w Medicine (Baltimore) [16] aż 72% przypadków u biorców narządów miało postać rozsianą – z zajęciem wątroby, śledziony, kości lub wsierdzia. Dwóch pacjentów z serii zmarło z powodu zapalenia wsierdzia. Opisano również przypadek Bartonella henselae u biorcy przeszczepu płuc. Średni czas od transplantacji do rozwoju choroby wynosił niemal trzy lata – to nie jest więc ryzyko tylko wczesnego okresu.

Profilaktyka jest prosta, ale wymaga konsekwencji. Po pierwsze: systematyczna kontrola pcheł – preparatami weterynaryjnymi (np. selamektyna, fluralaner), nie „babcinymi” sposobami. Po drugie: krótko obcięte pazurki kota. Po trzecie: unikanie zabawy z kotem w sposób prowokujący zadrapania (uważajcie na „atakowanie rąk”). Po czwarte: jeśli jednak dojdzie do zadrapania – natychmiast przemyć wodą z mydłem i obserwować. Diagnostyka serologiczna Bartonella u osób w immunosupresji bywa niemiarodajna, więc przy podejrzeniu choroby zespół transplantacyjny zwykle stosuje PCR z krwi.

Pasteurella multocida – pamiętaj o kocich zębach

W poprzednim rozdziale wspomnieliśmy o Pasteurella multocida przy psach. U kotów bakteria ta jest obecna w jamie ustnej jeszcze częściej – u 70–90% osobników. Ugryzienia przez koty są bardziej niebezpieczne niż ugryzienia przez psy z dwóch powodów: kocie zęby są cienkie i ostre, wbijają się głęboko, pozostawiając wąski, trudny do oczyszczenia kanał, a jednocześnie wprowadzają bakterie głęboko pod skórę. Odsetek zakażeń po kocich ukąszeniach sięga 20–80%. Każde ugryzienie kota u biorcy przeszczepu wymaga kontaktu z zespołem medycznym i najczęściej profilaktycznej antybiotykoterapii.

Sporotrychoza – nowe zagrożenie, jeszcze nie u nas

Na koniec tego rozdziału warto wspomnieć o czymś, co w Europie nadal pozostaje rzadkie, ale literatura medyczna zwraca na to uwagę: sporotrychoza kocia. Sporothrix brasiliensis to grzyb, który wywołuje u kotów przewlekłe zmiany skórne, a człowiek może zarazić się bezpośrednim kontaktem z tymi zmianami – najczęściej przez zadrapanie, ugryzienie lub kontakt z wydzieliną. W Brazylii od kilkunastu lat trwa epidemia tej zoonozy; aktualne materiały CDC podkreślają jednak, że S. brasiliensis nie została dotąd wykryta jako endemicznie szerząca się w Stanach Zjednoczonych [18, 40]. U osób w immunosupresji choroba może mieć postać rozsianą. To problem jeszcze nie polski, ale warto wiedzieć, że jeśli kot ma niegojące się, ropne zmiany skórne, są one powodem do poważnej weterynaryjnej diagnostyki, a nie domowego smarowania maściami.

Koty biorcy LTx – streszczenie praktyczne

Kot mieszkaniowy, karmiony karmą komercyjną, regularnie odpchlany, z codziennie sprzątaną przez kogoś innego kuwetą, krótko obciętymi pazurami i bez tendencji do gryzienia – to zwierzę, którego nie trzeba się bać. Ostrożność dotyczy: nabywania nowych kociąt w pierwszych miesiącach po transplantacji, kontaktu z kotami wychodzącymi i polującymi (większe ryzyko toksoplazmozy), surowego mięsa w diecie kota oraz lekceważenia ugryzień i zadrapań.

Ptaki – kategoria najwyższego ryzyka dla biorców LTx

Jeśli w całym artykule jest jeden rozdział, który biorca przeszczepu płuc powinien przeczytać najbardziej uważnie, to jest to właśnie ten. Ptaki są kategorią zwierząt domowych, w której ryzyko dla przeszczepionego płuca jest szczególnie duże i wielowarstwowe, dlatego w praktyce wielu zespołów transplantacyjnych oraz w zaleceniach eksperckich są one traktowane jako zwierzęta wysokiego ryzyka po LTx. Powodem nie jest jakiś pojedynczy patogen, ale splot kilku czynników, które wszystkie razem uderzają właśnie w to, co po transplantacji chcemy najbardziej chronić – drogi oddechowe.

Chlamydia psittaci – ornitoza, papuzica

Chlamydia psittaci to bakteria wewnątrzkomórkowa, której rezerwuarem są ptaki – zwłaszcza papugi, gołębie i drób. U człowieka wywołuje ornitozę (papuzicę): atypowe zapalenie płuc, które u osób zdrowych bywa łagodne, ale u osób w immunosupresji może mieć ciężki przebieg z niewydolnością oddechową. Obraz radiologiczny – zmiany typu „matowej szyby” i konsolidacje – u biorcy przeszczepu płuc jest trudny do odróżnienia od ostrego odrzucania, innych zakażeń oportunistycznych czy zapalenia indukowanego lekami. To nie jest zagrożenie hipotetyczne: w wytycznych AST dotyczących zapaleń płuc u biorców narządów z 2019 roku [19] C. psittaci jest wymieniona wśród zoonotycznych przyczyn zapaleń płuc wymagających uwagi.

Co ważne – ptak zakażony Chlamydia psittaci nie zawsze wygląda na chorego. Może być nosicielem przez długi czas, wydalając bakterię z kałem, a człowiek zaraża się wdychając pył z odchodów zbierającym się w klatce. Właśnie dlatego sprzątanie klatki jest najbardziej ryzykowną czynnością – unosi w powietrze drobne cząstki kału, które biorca LTx bezpośrednio wdycha.

Cryptococcus neoformans – odchody gołębi i nie tylko

Kryptokokoza jest trzecim co do częstości inwazyjnym zakażeniem grzybiczym u biorców narządów litych. Średnia częstotliwość to około 2,8% wszystkich biorców, a śmiertelność sięga 42% [20]. Cryptococcus neoformans bytuje w odchodach ptaków – zwłaszcza gołębi, ale także papug, kanarków i drobiu. W klasycznej publikacji z Annals of Internal Medicine z 2000 roku [21] Nosanchuk i współpracownicy przedstawili pierwszą molekularną dokumentację przeniesienia C. neoformans z domowej papugi na biorcę przeszczepu nerki: izolaty od pacjenta i od ptaka miały identyczny genotyp, co wykluczyło przypadkowość.

U biorcy przeszczepu płuc kryptokokoza objawia się zazwyczaj jako rozsiane zapalenie płuc lub zajęcie ośrodkowego układu nerwowego (zapalenie opon). Diagnoza bywa opóźniona, ponieważ wczesne objawy są nieswoiste. Mediana rozwoju choroby wynosi 16–21 miesięcy po transplantacji, ale u biorców LTx choroba pojawia się zwykle wcześniej niż u biorców innych narządów.

Aspergillus – klatka ptaka jako zbiornik zarodników

Klatki ptaków, ich pióra, odchody i niezjedzony pokarm są zbiornikiem zarodników Aspergillus. Ptaki mają wyjątkowo wysokie ryzyko kolonizacji grzybami – u samych ptaków aspergiloza jest wręcz jedną z głównych przyczyn śmiertelności w warunkach niewoli. Dla biorcy przeszczepu płuc ten fakt ma gigantyczne znaczenie: inwazyjna aspergiloza płucna jest jedną z najgroźniejszych potransplantacyjnych infekcji. Burton i współpracownicy w europejskim badaniu z 2007 roku [22] stwierdzili kolonizację Aspergillus u 25–31% biorców LTx, a inwazyjną chorobę u 6%. U biorców z mukowiscydozą – którzy stanowią istotną część polskiej populacji LTx – odsetki są jeszcze wyższe (kolonizacja do 42%, inwazyjna choroba do 11%). Dwuletnia śmiertelność w inwazyjnej aspergilozie płucnej u biorcy LTx sięga 58%. Wytyczne Husain i Camargo [23] zalecają u biorców LTx stosowanie profilaktyki przeciwgrzybiczej – nie ma takiej rekomendacji w przypadku żadnego innego przeszczepu narządowego.

Przy takim poziomie ryzyka dobrowolne utrzymywanie w domu dodatkowego, silnego źródła zarodników Aspergillus – a klatka ptaka takim źródłem jest – jest decyzją, którą bardzo trudno uzasadnić medycznie.

Ptasia choroba płuc (bird fancier’s lung) – problem, który wraca

Alergiczne zapalenie pęcherzyków płucnych wywołane białkami ptasimi – zwane tradycyjnie „chorobą hodowców ptaków” – jest jedną z klasycznych postaci przewlekłej, nieodwracalnej choroby śródmiąższowej. U niektórych pacjentów jest ona zresztą przyczyną samej kwalifikacji do przeszczepu płuc. I tu pojawia się szczególny problem, który najlepiej ilustruje, dlaczego ptaki są dla biorców LTx kategorią tak drażliwą: zapalenie nadwrażliwości może nawrócić w przeszczepionym płucu, jeśli pacjent ponownie zetknie się z antygenem. Kern i współpracownicy opisali w Chest [24] przypadki nawrotu zapalenia nadwrażliwości w allograficie, a europejska grupa transplantologiczna potwierdziła, że wśród pacjentów z rozpoznanym HP kontakt z ptakami stanowił 72% zidentyfikowanych antygenów [25].

Do tego dochodzi problem diagnostyczny: obraz nawrotu HP – pogorszenie FEV1, zmiany typu matowej szyby, limfocytoza w BAL – jest niezwykle podobny do ostrego odrzucania komórkowego. Oznacza to, że pacjent z ptakami ryzykuje nie tylko samą chorobę, ale też błędne rozpoznanie odrzucania i niepotrzebne zwiększenie immunosupresji, co jeszcze bardziej pogłębia problem. To jeden z najbardziej podstępnych scenariuszy w transplantologii płucnej.

Ptaki a przeszczep płuc – wniosek praktyczny

W przeciwieństwie do psów i kotów, w przypadku ptaków większość zaleceń eksperckich i praktyka wielu zespołów transplantacyjnych skłaniają się ku silnemu odradzaniu ich posiadania po transplantacji płuc. Dotyczy to papug, kanarków, gołębi hodowlanych i drobiu przydomowego. Jeśli w rodzinie już są ptaki, a rezygnacja nie wchodzi w grę – absolutnym minimum są: całkowity zakaz samodzielnego sprzątania klatki przez biorcę, izolacja klatki do osobnego pomieszczenia z dobrą wentylacją, ograniczenie czasu przebywania biorcy w tym pomieszczeniu, a najlepiej również oczyszczacz powietrza z filtrem HEPA. To są środki minimalizujące, nie eliminujące ryzyka.

Gady i płazy – jednoznaczna rekomendacja

Tu wytyczne są wyjątkowo zgodne i mówią jednym głosem: osoby w immunosupresji nie powinny mieć gadów ani płazów. Stanowisko to podzielają amerykańskie CDC, FDA, Association of Reptilian and Amphibian Veterinarians oraz Amerykańskie Towarzystwo Transplantacyjne. Powód jest prosty i nie da się go obejść: Salmonella.

Gady – niezależnie od gatunku, rozmiaru, długości przebywania w niewoli i stanu zdrowia – są w zdecydowanej większości nosicielami Salmonelli. Szacunki mówią o do 90% osobników. Bakteria bytuje w ich przewodzie pokarmowym jako naturalny składnik flory, bez żadnych objawów choroby u samego gada. Jest wydalana z kałem regularnie lub okresowo, a ponieważ gady przenoszą kał na łuski, skórę i wyposażenie terrarium, kontakt z jakąkolwiek powierzchnią, której dotykał gad, oznacza potencjalne narażenie. Antybiotykoterapia nie eliminuje nosicielstwa – leczenie zwierzęcia nic nie daje. Dlatego FDA zakazało w 1975 roku sprzedaży małych żółwi (do 10 cm), co – jak szacowano – zapobiegało stu tysiącom zakażeń rocznie u samych dzieci.

U biorcy przeszczepu narządów Salmonella to nie jest „ostry nieżyt żołądka i jelit, który przejdzie za 48 godzin”. To patogen, który u około 60% zakażonych biorców przenika do krwi (bakteriemia), a u około 35% wywołuje powikłania pozajelitowe: ropne zapalenia stawów, tętniaki mykotyczne, zapalenia opon, ropnie, zapalenia wyrostka, zapalenia aorty. Leczenie wymaga długotrwałej antybiotykoterapii, często wielomiesięcznej, a nawroty są znacznie częstsze niż u osób immunokompetentnych.

Gady – stanowisko jednoznaczne

Żółwie (wszystkie gatunki, także wodne), jaszczurki (gekony, agamy, bradypodionki, legwany), węże i płazy (żaby, rzekotki, traszki, salamandry) – wszystkie te zwierzęta są u biorcy przeszczepu narządów przeciwwskazane. Jeśli w domu już są – najlepiej przekazać je komuś zaufanemu przed transplantacją. Jeśli to niemożliwe – biorca bezwzględnie nie powinien sprzątać terrarium, nie powinien mieć kontaktu z wodą z terrarium ani dotykać zwierzęcia. Każde wspólne korzystanie z umywalki lub wanny (w których wcześniej mógł być kąpany gad) jest również wykluczone.

Ryby akwariowe – ryzyko małe, ale realne

Ryby akwariowe są w gradacji ryzyka zdecydowanie po stronie zwierząt dopuszczalnych – ale z pewnym niewielkim zastrzeżeniem, które warto znać. Głównym patogenem związanym z akwarium jest Mycobacterium marinum, prątek wywołujący tzw. „ziarniniaka akwarystów” (fish tank granuloma) – przewlekłe, ropne, trudno gojące się zmiany skórne powstające typowo na rękach po kontakcie z wodą akwariową, zwykle przez mikro-rankę na skórze.

U biorców przeszczepu opisano kilkanaście przypadków zakażeń M. marinum. W przeglądzie Pandian i współpracowników z Transplant Infectious Disease z 2008 roku [26] sześciu biorców miało postać „sporotrychoidalną” – wstępującą serię guzków wzdłuż naczyń limfatycznych kończyny. Leczenie jest długie, wymaga co najmniej dwóch leków przeciwprątkowych przez 4–9 miesięcy. Opisano także przypadek u biorcy przeszczepu płuc, u którego do zakażenia doszło po kontakcie wody akwariowej z powierzchownym oparzeniem dłoni [27].

Akwaria słonowodne (morskie) noszą dodatkowe ryzyko – Vibrio vulnificus, bakterię, która u osób w immunosupresji może wywołać piorunującą sepsę z ponad 50% śmiertelnością. To dotyczy jednak osób z bardzo głęboką kontaktową ekspozycją (skaleczenia, otwarte rany) i w praktyce rzadko ma znaczenie dla typowego hobbysty.

Ryby – zasady praktyczne

Posiadanie akwarium jest dla biorcy przeszczepu płuc dopuszczalne. Zasady są trzy: po pierwsze, biorca nie powinien samodzielnie czyścić akwarium – tę czynność powinien wykonywać ktoś inny z domowników; po drugie, jeśli jednak jest to nieuniknione, obowiązują wodoodporne rękawiczki do łokcia; po trzecie, żadne skaleczenia ani ranki na rękach nie mogą mieć kontaktu z wodą akwariową. Akwaria morskie wymagają jeszcze większej ostrożności niż słodkowodne.

Gryzonie – tragiczna lekcja z LCMV

Ten rozdział jest ważny nie ze względu na częstość problemu, ale ze względu na jego ciężar gatunkowy. Gryzonie domowe – chomiki, świnki morskie, szczury, myszy, szynszyle, a także króliki (które formalnie są zajęczakami, ale w kontekście hodowli domowej zazwyczaj pojawiają się w tej samej kategorii) – stosunkowo rzadko stanowią źródło zakażeń u biorców przeszczepów. Kiedy jednak już do takich zakażeń dochodzi, ich przebieg bywa dramatyczny.

Wirus limfocytarnego zapalenia opon mózgowo-rdzeniowych (LCMV)

LCMV to arenawirus, którego naturalnym nosicielem są myszy domowe, chomiki, świnki morskie i inne małe gryzonie. U samych zwierząt zakażenie zwykle przebiega bezobjawowo, a wirus jest wydalany w moczu, ślinie i kale. U zdrowego człowieka infekcja zwykle daje łagodne objawy grypopodobne. U biorcy przeszczepu sytuacja zmienia się dramatycznie – zwłaszcza gdy wirus trafi do osoby przez sam przeszczepiony narząd.

W 2006 roku zespół Fischer i współpracowników opublikował w New England Journal of Medicine raport [28], który w transplantologii jest często cytowany jako jeden z najbardziej wstrząsających opisów donorowo-przeniesionej infekcji. W dwóch kolejnych klastrach (2003 i 2005) ośmiu biorców narządów od dwóch różnych dawców, którzy byli narażeni na kontakt z chomikami domowymi, zostało zakażonych LCMV – siedmiu z nich zmarło. Kolejny klaster nastąpił w 2011 roku: czterech biorców od wspólnego dawcy (nerka, wątroba, płuca), dwóch zmarło. Trzeci – w Iowa w 2013 roku: trzech chorych, zgon biorcy wątroby. W 2025 roku opublikowano dwa kolejne przypadki: LCMV u biorców serca i nerki, u których źródłem nie był dawca, lecz domowe gryzonie – biorca serca zmarł, biorca nerki przeżył z deficytami neurologicznymi [29].

Łącznie w udokumentowanych klastrach mówimy o około siedemnastu zakażonych biorcach narządów i czternastu zgonach. To niewiele w skali transplantologii światowej, ale biorąc pod uwagę, że istnieje bardzo konkretny, identyfikowalny i potencjalnie unikalny czynnik ryzyka, rekomendacje międzynarodowe są jednoznaczne: każda osoba rozważana jako dawca narządów powinna być oceniana pod kątem kontaktu z gryzoniami, a sami biorcy powinni unikać bezpośredniego kontaktu z nowo nabytymi gryzoniami domowymi w okresie okołotransplantacyjnym.

Inne ryzyka gryzoni

Oprócz LCMV gryzonie są nosicielami szeregu innych patogenów: Salmonella, Bordetella bronchiseptica (szczególnie u świnek morskich – co u biorcy LTx ma dodatkowe znaczenie), grzybice skóry (Trichophyton mentagrophytes, który u pacjentów w immunosupresji daje rozległe zmiany), gorączkę z ukąszenia szczura (Streptobacillus moniliformis), leptospirozę i hantawirusy. Osobną sprawą jest siano i ściółka, w których żyją chomiki, króliki i świnki morskie – materiały te są częstym źródłem zarodników Aspergillus, a sprzątanie klatki unosi je w powietrze. To kolejny argument, żeby biorca LTx nie zajmował się tym osobiście.

Gryzonie – stanowisko

Gryzonie nie są całkowicie zakazane, ale są kategorią wysokiego ryzyka. Jeśli gryzoń jest już w domu, obowiązują trzy zasady: nikt nie kupuje nowego gryzonia w okresie okołotransplantacyjnym i przez pierwszy rok po LTx; biorca nie sprząta klatki (ani siana, ani trocin) – tę czynność przejmuje ktoś inny; biorca nie dopuszcza zwierzęcia do twarzy, ust ani otwartych skaleczeń. Jeśli gryzoń ugryzie biorcę – to jest zawsze sytuacja wymagająca kontaktu z zespołem transplantacyjnym, niezależnie od wielkości rany.

Konie i stajnia – Rhodococcus equi

Konie to zwierzęta, z którymi biorca przeszczepu płuc styka się rzadko w codzienności domowej, ale w polskich realiach wielu pacjentów ma w rodzinie osoby zajmujące się jeździectwem, a niektórzy sami wracają do tej pasji po transplantacji. Jest jeden patogen, o którym warto wiedzieć: Rhodococcus equi.

To bakteria, której głównym rezerwuarem są konie – a konkretnie odchody końskie i gleba silnie nimi zanieczyszczona. U człowieka zdrowego jest w zasadzie niegroźna, ale u osób w immunosupresji – zwłaszcza u biorców narządów – wywołuje ciężkie zakażenie, najczęściej w postaci płucnej. Vergidis i współpracownicy w wieloośrodkowej analizie opublikowanej w Emerging Infectious Diseases w 2017 roku [30] opisali 18 biorców przeszczepów narządów litych i komórek krwiotwórczych z zakażeniem Rhodococcus; dominowały zapalenie płuc i bakteriemia, a obraz radiologiczny nierzadko imitował gruźlicę lub nowotwór. Diagnoza bywa opóźniona, ponieważ klinicyści myślą o Rhodococcus dopiero jako o opcji trzeciej lub czwartej.

Praktyczny wniosek dla biorcy LTx: unikaj środowiska stajni. Nie chodzi o bezwzględny zakaz jazdy konnej na świeżym powietrzu, tylko o ograniczenie czasu spędzanego w zamkniętych pomieszczeniach, gdzie unosi się pył z odchodów i pasz. Stajnia jest równocześnie środowiskiem sprzyjającym Aspergillus (przez siano i słomę), Cryptosporidium i MRSA (szczep końsko-specyficzny CC398). Jeśli ktoś z rodziny pracuje w stajni, warto ustalić prosty rytuał: zmiana ubrań i prysznic przed wejściem do wspólnych pomieszczeń domu.

Zwierzęta gospodarskie – gorączka Q, Orf, kryptosporydioza

W polskich realiach – zwłaszcza w środowisku wiejskim i małomiasteczkowym – zwierzęta gospodarskie są znacznie częściej obecne w życiu pacjentów niż można by sądzić, patrząc na literaturę amerykańską. Babcia ma kury, ciotka owce, sąsiad króliki, a w wakacje dzieci jadą na wieś do krów. Dla biorcy przeszczepu płuc jest to ekspozycja, o której warto wiedzieć kilka konkretnych rzeczy.

Coxiella burnetii – gorączka Q

Coxiella burnetii to bakteria wywołująca gorączkę Q, a jej głównym rezerwuarem są owce, kozy i bydło – zwłaszcza samice w okresie okołoporodowym. Człowiek zaraża się najczęściej drogą wziewną, wdychając aerozol z porodowych wód płodowych, łożysk lub zanieczyszczonego pyłu. U osób zdrowych choroba zwykle przebiega łagodnie (gorączka, bóle mięśniowe, nietypowe zapalenie płuc), ale u biorców narządów może przejść w postać przewlekłą z zapaleniem wsierdzia lub ziarniniakowym zapaleniem wątroby. Opisano przypadki gorączki Q u biorców nerki, trzustki i wątroby – w tym przypadek, w którym utajona infekcja C. burnetii sprzed transplantacji ujawniła się dopiero po włączeniu immunosupresji [31]. Dla biorcy LTx ta diagnoza jest szczególnie trudna, bo objawy płucne mieszają się z innymi przyczynami potransplantacyjnych zapaleń płuc.

Praktyczny wniosek: biorca przeszczepu powinien unikać kontaktu z rodzącymi się owcami, kozami i cielętami – a tym samym unikać odwiedzania gospodarstw w okresie wykotów i wycieleń. To nie jest absurdalny zakaz z punktu widzenia polskiego środowiska wiejskiego, tylko konkretne zalecenie, które warto znać i egzekwować w tych okresach największej ekspozycji.

Wirus Orf – parapoxwirus owiec i kóz

Wirus Orf powoduje u ludzi zazwyczaj łagodne zmiany skórne w miejscu kontaktu z chorymi owcami lub kozami. U biorców narządów opisywano jednak przypadki z wielkimi, trudnymi do opanowania zmianami przypominającymi guzy, wymagającymi leczenia imikwimodem lub nawet zmniejszenia immunosupresji [32]. Nie jest to ryzyko śmiertelne, ale uciążliwe i warte zapamiętania.

Cryptosporidium parvum z cieląt

Cryptosporidium parvum wywołuje u biorców narządów ciężką, przewlekłą biegunkę – trudną w leczeniu, nierzadko nawrotową, czasem z powikłaniami w drogach żółciowych. Metaanaliza zakażeń Cryptosporidium u biorców narządów wykazała trzykrotnie wyższą częstotliwość w porównaniu z populacją ogólną [33]. Opisano również przypadek u biorcy obustronnego przeszczepu płuc wymagający złożonego leczenia skojarzonego [34]. Głównym źródłem dla człowieka są młode cielęta, które masowo wydalają pierwotniaka w kale. Zasada: biorca LTx nie powinien mieć bezpośredniego kontaktu z cielętami i wodą w bezpośrednim otoczeniu obory.

Drób przydomowy – osobny rozdział

Kury, kaczki, gęsi i inne drób przydomowy – bardzo popularne w Polsce ostatnich lat w nurcie „backyard chickens” – są dla biorcy narządów kategorią wysokiego ryzyka. CDC dokumentuje corocznie duże ogniska salmonellozy związane z drobiem przydomowym. Dochodzi do tego Campylobacter, ptasia grypa, a z punktu widzenia LTx również Cryptococcus (w odchodach) i Aspergillus (w ściółce i pasz). Amerykańskie CDC wprost wymienia „backyard poultry” wśród kategorii odradzanych osobom w immunosupresji. Praktyczny wniosek jest taki sam jak przy ptakach ozdobnych: biorca LTx nie powinien zajmować się obsługą drobiu, a jeśli w gospodarstwie są kury, należy unikać wchodzenia do kurnika.

Egzotyka – od jeży po naczelne

W ostatniej dekadzie znacznie wzrosła popularność tzw. „egzotycznych” zwierząt domowych: jeży pigmejskich, fretek, sugar gliderów, a także skorpionów, pająków i mniej typowych ssaków. W kontekście transplantacji większość tej kategorii jest przedstawiona w literaturze słabo, ale wystarczająco, żeby powiedzieć kilka rzeczy wprost.

Naczelne (małpy wszelkich gatunków) są absolutnie przeciwwskazane – i to niezależnie od tego, czy pacjent jest biorcą przeszczepu, czy nie. Cercopithecine herpesvirus 1 (wirus herpes B) naturalnie zakaża makaki, a u ludzi wywołuje piorunujące zapalenie mózgu o śmiertelności 70–80% bez leczenia. Nie istnieje skuteczna szczepionka. To nie jest strefa, w której biorca przeszczepu może cokolwiek negocjować.

Jeże afrykańskie są nosicielami Salmonelli w około 28% przypadków. CDC odnotowało kilka amerykańskich ognisk salmonellozy z jeży domowych – w latach 2011–2013 oraz 2018–2019 [35]. Dodatkowo jeże przenoszą Trichophyton erinacei (grzybicę skóry) i mykobakterie atypowe. U biorcy przeszczepu płuc posiadanie jeża nie jest dobrym pomysłem.

Fretki są szczególnym przypadkiem – przenoszą wirusy grypy w obie strony (człowiek ↔ fretka), a biorca LTx jest wyjątkowo wrażliwy na infekcje wirusowe górnych i dolnych dróg oddechowych. Do tego dochodzi Mycobacterium atypowe i Salmonella. Nie jest to kategoria bezwzględnie przeciwwskazana, ale wymaga świadomego podejścia: szczepienia fretki przeciw grypie tam, gdzie jest to standardem opieki weterynaryjnej, aktualnych szczepień samego biorcy i – przede wszystkim – unikania bliskiego kontaktu, gdy w domu ktoś choruje na grypę.

Sugar glidery, szynszyle, koatimundi, skunksy, węże (pytony, boa) oraz inne egzotyczne zwierzęta – wszystkie są nosicielami Salmonelli i różnych innych patogenów opisanych słabo w literaturze. Zasada ostrożności podpowiada tu rezygnację na rzecz bardziej klasycznych towarzyszy.

Zasady ogólne i hierarchia ryzyka

Po przejściu przez wszystkie kategorie zwierząt można teraz zobaczyć ogólny obraz, który porządkują wytyczne AST. Zwierzęta domowe u biorcy przeszczepu płuc układają się w przybliżeniu w pięć poziomów ryzyka.

Okres najwyższego ryzyka – pierwszy rok po transplantacji

Immunosupresja po przeszczepie płuc nie jest stała – jest najsilniejsza w pierwszych miesiącach po zabiegu, potem stopniowo maleje do poziomu „podtrzymującego”. Pierwsze sześć do dwunastu miesięcy po transplantacji to okres najwyższej wrażliwości na infekcje, a równocześnie okres, w którym zespoły transplantacyjne najbardziej monitorują pacjenta pod kątem odrzucania i komplikacji. W tym czasie obowiązują najbardziej restrykcyjne zasady: nie wprowadza się nowych zwierząt do domu, unika się wizyt u osób z drobnymi egzotycznymi zwierzętami, ogranicza się kontakt ze środowiskiem rolniczym. Po upływie roku, jeśli stan pacjenta jest stabilny, można rozważać większą swobodę – ale zawsze w porozumieniu z zespołem.

Zasady higieny, które są warte zapamiętania

Niezależnie od gatunku zwierzęcia, istnieje zestaw uniwersalnych zasad, które wyłaniają się zgodnie ze wszystkich wytycznych międzynarodowych. Po pierwsze: mycie rąk wodą z mydłem po każdym kontakcie ze zwierzęciem, jego wyposażeniem (legowiska, kuwety, klatki, miski) i wszystkim, czego zwierzę dotykało. Po drugie: żadnego lizania twarzy, rąk, ran ani błon śluzowych – ani dopuszczania do kontaktu pyska zwierzęcia z twarzą i błonami śluzowymi, ani wspólnego jedzenia z jednego talerza. Po trzecie: sprzątanie odchodów, kuwet, klatek i akwariów wykonuje ktoś inny – członek rodziny, opiekun. Jeśli absolutnie musi to zrobić biorca, to w rękawiczkach jednorazowych i z natychmiastowym umyciem rąk. Po czwarte: regularna opieka weterynaryjna dla zwierzęcia – szczepienia (z uwzględnieniem uwagi o szczepionkach żywych donosowych), odrobaczanie, kontrola pasożytów zewnętrznych. Weterynarz powinien wiedzieć, że w domu mieszka osoba po przeszczepie. Po piąte: zakaz surowej diety zwierząt – żadnego BARF, żadnego podawania surowego mięsa z kuchni. Po szóste: niekupowanie nowych zwierząt przez pierwszy rok, a później – zawsze zwierząt dorosłych, zdrowych, ze sprawdzonego źródła. Po siódme: unikanie zwierząt bezdomnych, ulicznych i dzikich. Po ósme: natychmiastowa konsultacja z zespołem transplantacyjnym, jeśli zwierzę zachoruje – szczególnie jeśli ma biegunkę, wymioty, ropne zmiany skórne lub objawy ze strony układu oddechowego.

Co zrobić, gdy zwierzę Cię ugryzie lub podrapie

Nawet najgrzeczniejszy pies i najłagodniejszy kot może raz w życiu ugryźć lub zadrapać – nieraz przypadkowo, przy zabawie, przy zaskoczeniu, z lęku. Dla biorcy przeszczepu każda taka sytuacja wymaga uważnego, spokojnego działania – bez paniki, ale i bez lekceważenia.

Pierwszy krok to natychmiastowe, obfite przepłukanie rany bieżącą wodą z mydłem przez co najmniej dziesięć minut. Nie chodzi o symboliczne spłukanie – chodzi o mechaniczne usunięcie jak największej liczby bakterii z głębi rany. Następnie należy zdezynfekować ranę środkiem antyseptycznym (np. oktenidyna, chlorheksydyna – nie alkohol, który podrażnia tkanki). Rany po ukąszeniach zwierząt zwykle nie są zszywane pierwotnie, ponieważ zamknięcie rany zwiększa ryzyko zakażenia głębokiego – pozostawia się je do gojenia wtórnego pod opatrunkiem.

Drugi krok to kontakt z zespołem transplantacyjnym – zawsze, niezależnie od wielkości rany. U biorcy przeszczepu standardem jest włączenie profilaktycznej antybiotykoterapii – najczęściej amoksycyliną z kwasem klawulanowym przez 5–7 dni, niezależnie od tego, czy rana wygląda na zainfekowaną. U osób zdrowych taką profilaktykę rezerwuje się dla głębszych ran, u biorców – stosuje się szerzej, ponieważ obraz kliniczny infekcji może pojawić się późno, a wtedy jest już trudniejszy do opanowania.

Trzeci krok to profilaktyka tężca i – w wybranych sytuacjach – wścieklizny. W Polsce wścieklizna u psów i kotów domowych jest rzadkością, ale u zwierząt dzikich oraz w przypadku zwierząt nieszczepionych lub nieznanych nadal stanowi realne ryzyko. Decyzję o profilaktyce poekspozycyjnej podejmuje stacja sanitarno-epidemiologiczna lub zespół chorób zakaźnych.

Po ugryzieniu – szybka ściągawka

1. Dokładnie przepłucz ranę wodą z mydłem przez co najmniej 10 minut.
   2.Zdezynfekuj ranę środkiem antyseptycznym (nie alkoholem).
   3. Skontaktuj się z zespołem transplantacyjnym – telefonicznie lub bezpośrednio.
   4. Spodziewaj się profilaktycznej antybiotykoterapii i weryfikacji szczepień (tężec, ewentualnie wścieklizna).
   5. Obserwuj ranę i temperaturę ciała przez kolejne dni – przy zaczerwienieniu, obrzęku, ropieniu lub gorączce natychmiast zgłoś się do szpitala.
   6. Nie bagatelizuj „drobnych zadrapań” – u biorcy immunosupresjonowanego drobne zadrapanie potrafi zachować się inaczej niż u osoby zdrowej.

Polska perspektywa

Warto na koniec powiedzieć kilka słów o tym, jak ten temat wygląda w polskiej praktyce transplantacyjnej – bo biorca, który czyta polskie materiały, znajduje w nich mniej jednoznaczny obraz niż w literaturze międzynarodowej. Poltransplant oraz Polskie Towarzystwo Transplantacyjne nie opublikowały osobnych wytycznych dla pacjentów dotyczących zwierząt domowych. Poradniki pacjenckie wydawane przez polskie ośrodki transplantacyjne różnią się między sobą zakresem i stopniem rygoryzmu – co jest naturalne, bo odzwierciedlają lokalne doświadczenia i tradycje poszczególnych zespołów.

Niektóre polskie ośrodki zalecają większą ostrożność niż wytyczne międzynarodowe, aż po czasowe lub stałe ograniczenie kontaktu ze zwierzętami. Dla biorcy, który czyta poradniki różnych źródeł, ta rozbieżność bywa kłopotliwa. W tej sytuacji nasze stanowisko – jako fundacji pacjenckiej – jest jasne: najważniejszą osobą do rozmowy o zwierzętach nie jest autor żadnego poradnika, ale Twój zespół transplantacyjny. To oni znają Twój protokół immunosupresji, Twoje dotychczasowe zakażenia, Twoje ryzyka indywidualne i Twoje warunki domowe. Wytyczne międzynarodowe, które przedstawiamy w tym artykule, są ramą, w obrębie której warto prowadzić tę rozmowę – nie zamiast niej.

Polskie realia transplantacyjne szybko się zmieniają. W oficjalnym raporcie Poltransplantu za 2024 rok część opisowa wskazuje, że w siedmiu ośrodkach wykonano 149 operacji z udziałem płuc, natomiast tabela przeszczepień płuc wykazuje 147 samych przeszczepień płuc. Najbezpieczniej więc mówić, że program LTx działał w siedmiu ośrodkach i obejmował co najmniej 147 przeszczepień płuc w 2024 roku, a łączna liczba operacji z udziałem płuc wyniosła 149. W miarę jak liczba biorców rośnie, rośnie też znaczenie ujednoliconej, opartej na dowodach edukacji dotyczącej codziennego życia po przeszczepie – w tym życia ze zwierzętami, które dla wielu biorców nie jest kwestią komfortu, ale kwestią zdrowia psychicznego, motywacji i rehabilitacji.

Jak rozmawiać z zespołem transplantacyjnym o zwierzętach

Kilka konkretnych pytań, które warto postawić na wizycie kontrolnej: Czy w moim aktualnym schemacie immunosupresji są szczególne ryzyka związane z moim konkretnym zwierzęciem? Jakie objawy u zwierzęcia powinny skłonić mnie do natychmiastowego kontaktu ze szpitalem? Czy moje szczepienia (tężec, grypa, pneumokoki) są aktualne? Jakie badania weterynaryjne u mojego psa/kota warto wykonać raz w roku, żeby mieć pewność, że nie jest rezerwuarem? Czy mogę wziąć psa na rehabilitację/spacer w parku? W większości przypadków odpowiedzi będą uspokajające i praktyczne – ale warto o to zapytać wprost, żeby żyć z wiedzą, a nie z domysłami.

Podsumowanie – co warto zapamiętać

Jeśli miałbyś z tego całego artykułu zapamiętać tylko kilka rzeczy, to niech będą to właśnie te, które składają się w spójną, opartą na dowodach opowieść o życiu ze zwierzętami po przeszczepie płuc.

Po pierwsze – i to jest najważniejsza zmiana w stosunku do wyobrażeń, które krążą w polskim środowisku pacjenckim: międzynarodowe wytyczne nie nakazują oddawania zwierząt. Amerykańskie Towarzystwo Transplantacyjne, amerykańskie CDC, dwa najczęściej cytowane badania u biorców przeszczepu płuc (Irani 2006, Kugler 2014) oraz cała literatura przeglądowa ostatnich dwudziestu lat idą w tę samą stronę: zwierzęta domowe można zatrzymać, pod warunkiem że zachowa się konkretne, mądre zasady higieny. Dostępne badania obserwacyjne nie wykazały, aby sami posiadacze zwierząt mieli gorszą funkcję przeszczepu, więcej hospitalizacji czy częstsze powikłania niż osoby bez zwierząt, a część danych wskazuje na wyższą jakość życia i większą aktywność fizyczną.

Po drugie: nie wszystkie zwierzęta są równie bezpieczne. Zdrowy, dorosły pies lub kot, przy przestrzeganiu rozsądnych zasad, jest bezpiecznym towarzyszem. Ptaki są kategorią najwyższego ryzyka dla biorców LTx, ponieważ łączą w sobie kilka czynników bezpośrednio uderzających w przeszczepione płuco – ornitozę, kryptokokozę, aspergilozę i nawracające zapalenie nadwrażliwości. Gady są bezwzględnie przeciwwskazane. Gryzonie są kategorią wysokiego ryzyka z powodu LCMV. Konie i zwierzęta gospodarskie wymagają ostrożności związanej z Rhodococcus equi, gorączką Q i kryptosporydiozą. Naczelne są wykluczone całkowicie.

Po trzecie: przeszczepione płuco jest wyjątkowe. Jest to jedyny przeszczepiony narząd, który ma bezpośredni kontakt z powietrzem otoczenia, jest odnerwiony, ma zaburzony transport śluzowo-rzęskowy i wymaga większej immunosupresji niż inne przeszczepy. Z tego powodu zalecenia ogólne dla biorców narządów nie są dla LTx w pełni wystarczające – niektóre ryzyka trzeba traktować wyraźnie poważniej niż u biorcy nerki czy wątroby, zwłaszcza te związane z patogenami drogą wziewną: Bordetella psia, Chlamydia psittaci, Aspergillus, Cryptococcus, Rhodococcus equi.

Po czwarte: zasady higieny są proste, ale muszą być przestrzegane konsekwentnie. Mycie rąk po każdym kontakcie. Brak lizania twarzy. Sprzątanie odchodów, kuwet i klatek przez innych domowników. Regularna opieka weterynaryjna z uwzględnieniem szczepień (z ważnym zastrzeżeniem o donosowej szczepionce przeciw Bordetelli). Zakaz surowej diety dla zwierząt. Niekupowanie nowych zwierząt w pierwszym roku po transplantacji. Unikanie zwierząt bezdomnych, dzikich, bardzo młodych. Natychmiastowa konsultacja przy każdym ugryzieniu i przy każdym zachorowaniu zwierzęcia.

Po piąte – i to jest być może najważniejsza myśl emocjonalna całego tekstu: zwierzęta są dla wielu biorców przeszczepu nie luksusem, ale ważnym elementem powrotu do życia. Utrata zwierzęcia tuż po transplantacji – czyli w okresie, gdy pacjent jest już i tak zmęczony operacją, lekami, rehabilitacją, lękiem i długimi dniami w domu – bywa dodatkowym, niepotrzebnym ciosem. Dostępne badania u biorców LTx pokazują, że osoby ze zwierzętami mogą mieć wyższą jakość życia, wyższy optymizm, lepsze wsparcie społeczne i częściej pozostawać aktywne fizycznie. Można o tym myśleć jako o ważnym elemencie relacyjnego wsparcia w zdrowieniu – efekcie obserwowanym w danych, choć nadal wymagającym dalszych, lepiej zaprojektowanych badań. Jeśli zasady są przestrzegane, korzyści te można próbować zachować bez lekceważenia bezpieczeństwa.

Dla Twojego psa, kota, papugi – i dla Ciebie

Przeszczep płuc nie musi oznaczać pożegnania ze zwierzęciem, które do tej pory było z Tobą. Może – dla wybranych kategorii – ale nie dla większości. Tam, gdzie jest to bezpieczne, warto walczyć o zachowanie tej relacji: dla zdrowia psychicznego, dla rehabilitacji, dla codziennej motywacji. Tam, gdzie ryzyko jest obiektywnie wyższe – jak w przypadku ptaków, gadów czy naczelnych – rozsądniej jest odpuścić. W obu sytuacjach: porozmawiaj ze swoim zespołem transplantacyjnym, zanim podejmiesz decyzję. To rozmowa, która warta jest czasu.

Bibliografia

Część A. Publikacje recenzowane

1. Avery RK, Michaels MG; AST Infectious Diseases Community of Practice. Strategies for safe living following solid organ transplantation – Guidelines from the American Society of Transplantation Infectious Diseases Community of Practice. Clinical Transplantation. 2019;33(9):e13519. DOI: 10.1111/ctr.13519. PMID: 30844096.
2. Kotton CN. Zoonoses in solid-organ and hematopoietic stem cell transplant recipients. Clinical Infectious Diseases. 2007;44(6):857–866. DOI: 10.1086/511859. PMID: 17304461.
3. Stull JW, Brophy J, Weese JS. Reducing the risk of pet-associated zoonotic infections. Canadian Medical Association Journal. 2015;187(10):736–743. DOI: 10.1503/cmaj.141020.
4. Platero L, Garcia-Sanchez P, Sainz T, Calvo C, Iglesias I, Esperon F, de la Fuente R, Frauca E, Perez-Martinez A, Mendez-Echevarria A. Pets for pediatric transplant recipients: To have or not to have. Frontiers in Veterinary Science. 2022;9:974665. DOI: 10.3389/fvets.2022.974665. PMID: 36157192. PMCID: PMC9493113.
5. Irani S, Mahler C, Goetzmann L, Russi EW, Boehler A. Lung transplant recipients holding companion animals: impact on physical health and quality of life. American Journal of Transplantation. 2006;6(2):404–411. DOI: 10.1111/j.1600-6143.2005.01168.x. PMID: 16426328.
6. Kugler C, Suhling H, Warnecke G, et al. Human-animal bonds create better physical activities in lung transplant patients – a cross-sectional analysis of 517 cases. Clinical Research in Pulmonology. 2014;2(2):1022.
7. Hachem RR. The role of the immune system in lung transplantation: towards improved long-term results. Journal of Thoracic Disease. 2019;11(Suppl 14):S1721–S1731. DOI: 10.21037/jtd.2019.04.25. PMCID: PMC6783723.
8. Ner Z, Ross LA, Horn MV, et al. Bordetella bronchiseptica infection in pediatric lung transplant recipients. Pediatric Transplantation. 2003;7(5):413–417. PMID: 14738306.
9. Chauncey JB, Schaberg DR. Interstitial pneumonia caused by Bordetella bronchiseptica in a heart transplant patient. Transplantation. 1990;49(4):817–819.
10. Kraai C, Patel K, Nordmeyer S, et al. Zoonotic transmission of vaccine-derived Bordetella bronchiseptica to an immunocompromised patient. Journal of Clinical Microbiology. 2023;61(8):e00469-23. PMCID: PMC10466264.
11. Lion C, Escande F, Burdin JC. Capnocytophaga canimorsus infections in human: review of the literature and cases report. European Journal of Epidemiology. 1996;12(5):521–533. PMID: 8905316.
12. Mostel Z, George-Palop M, Kenney P, Tumarinson T, McWilliams C. Capnocytophaga canimorsus peritonitis in a simultaneous liver–kidney transplant recipient: A case report and review of the literature. Diagnostic Microbiology and Infectious Disease. 2026;115(3):117396.
13. Davies RH, Lawes JR, Wales AD. Raw diets for dogs and cats: a review, with particular reference to microbiological hazards. Journal of Small Animal Practice. 2019;60(6):329–339. DOI: 10.1111/jsap.13000. PMCID: PMC6849757.
14. Bernaquez I, Dumaresq J, Picard I, Gaulin C, Dion R, Weaver K, et al. Dogs fed raw meat-based diets are vectors of drug-resistant Salmonella infection in humans. Communications Medicine. 2025;5:214. DOI: 10.1038/s43856-025-00919-2.
15. Derouin F, Pelloux H; ESCMID Study Group on Clinical Parasitology. Prevention of toxoplasmosis in transplant patients. Clinical Microbiology and Infection. 2008;14(12):1089–1101. DOI: 10.1111/j.1469-0691.2008.02091.x.
16. Psarros G, Riddell J 4th, Gandhi T, Kauffman CA, Cinti SK. Bartonella henselae infections in solid organ transplant recipients: report of 5 cases and review of the literature. Medicine (Baltimore). 2012;91(2):111–121. DOI: 10.1097/MD.0b013e31824dc07a. PMID: 22391473.
17. Lienhardt B, Irani S, Gaspert A, et al. Disseminated infection with Bartonella henselae in a lung transplant recipient. Journal of Heart and Lung Transplantation. 2009;28(7):736–739. DOI: 10.1016/j.healun.2009.03.016.
18. Queiroz-Telles F, Fahal AH, Falci DR, Caceres DH, Chiller T, Pasqualotto AC. Sporotrichosis in immunocompromised hosts. Journal of Fungi. 2019;5(1):8. DOI: 10.3390/jof5010008.
19. Dulek DE, Mueller NJ; AST Infectious Diseases Community of Practice. Pneumonia in solid organ transplantation: Guidelines from the American Society of Transplantation Infectious Diseases Community of Practice. Clinical Transplantation. 2019;33(9):e13545. DOI: 10.1111/ctr.13545. PMCID: PMC7162188.
20. Singh N, Dromer F, Perfect JR, Lortholary O. Cryptococcosis in solid organ transplant recipients: current state of the science. Clinical Infectious Diseases. 2008;47(10):1321–1327. DOI: 10.1086/592690.
21. Nosanchuk JD, Shoham S, Fries BC, Shapiro DS, Levitz SM, Casadevall A. Evidence of zoonotic transmission of Cryptococcus neoformans from a pet cockatoo to an immunocompromised patient. Annals of Internal Medicine. 2000;132(3):205–208. DOI: 10.7326/0003-4819-132-3-200002010-00006.
22. Iversen M, Burton CM, Vand S, et al. Aspergillus infection in lung transplant patients: incidence and prognosis. European Journal of Clinical Microbiology and Infectious Diseases. 2007;26(12):879–886. DOI: 10.1007/s10096-007-0376-3.
23. Husain S, Camargo JF. Invasive Aspergillosis in solid-organ transplant recipients: Guidelines from the American Society of Transplantation Infectious Diseases Community of Practice. Clinical Transplantation. 2019;33(9):e13544. DOI: 10.1111/ctr.13544.
24. Kern RM, Singer JP, Koth L, et al. Lung transplantation for hypersensitivity pneumonitis. Chest. 2015;147(6):1558–1565. DOI: 10.1378/chest.14-1543. PMCID: PMC4451710.
25. Nosotti M, Leiva-Juarez M, D’Ovidio F, Van Raemdonck D, Ceulemans L, Keshavjee S, Rackauskas M, Paladini P, Luzzi L, Casado PM, Alvarez A, Inci I, Ehrsam J, Krueger T, Roth A, Rea F, Schiavon M, Rosso L. Survival after lung transplantation for chronic hypersensitivity pneumonitis: results from a large international cohort study. Transplant International. 2022;35:10450. DOI: 10.3389/ti.2022.10450. PMID: 35431638. PMCID: PMC9008138.
26. Pandian TK, Deziel PJ, Otley CC, Eid AJ, Razonable RR. Mycobacterium marinum infections in transplant recipients: case report and review of the literature. Transplant Infectious Disease. 2008;10(5):358–363. DOI: 10.1111/j.1399-3062.2008.00317.x. PMID: 18482202.
27. Torres F, Hodges T, Zamora MR. Mycobacterium marinum infection in a lung transplant recipient. Journal of Heart and Lung Transplantation. 2001;20(4):486–489. DOI: 10.1016/S1053-2498(00)00185-6. PMID: 11295588.
28. Fischer SA, Graham MB, Kuehnert MJ, et al. Transmission of lymphocytic choriomeningitis virus by organ transplantation. New England Journal of Medicine. 2006;354(21):2235–2249. DOI: 10.1056/NEJMoa053240. PMID: 16723615.
29. Sayyad LE, Haddadin Z, Peebles RS, et al. Severe non–donor-derived lymphocytic choriomeningitis virus infection in 2 solid organ transplant recipients. Open Forum Infectious Diseases. 2025;12(2):ofaf002. DOI: 10.1093/ofid/ofaf002.
30. Vergidis P, Ariza-Heredia EJ, Nellore A, et al. Rhodococcus infection in solid organ and hematopoietic stem cell transplant recipients. Emerging Infectious Diseases. 2017;23(3):510–512. DOI: 10.3201/eid2303.160487.
31. Jandhyala D, Hirsch E, Bursac Z, Acevedo D, Rodriguez V, Malinis M. Unrecognized pre-transplant disseminated Coxiella burnetii infection diagnosed in a post-transplant heart-kidney recipient. Transplant Infectious Disease. 2018;20(5):e12962. DOI: 10.1111/tid.12962.
32. Zaharia D, Kanitakis J, Pouteil-Noble C, Euvrard S. Rapidly growing orf in a renal transplant recipient: favourable outcome with reduction of immunosuppression and imiquimod. Transplant International. 2010;23(10):e62–e64. DOI: 10.1111/j.1432-2277.2010.01147.x. PMID: 20681978.
33. Kiani SN, Abdolrasouli A, Armstrong-James D. Cryptosporidium sp. infection in solid organ transplant recipients: A systematic review and meta-analysis. Transplant Infectious Disease. 2024;26(4):e14310. PMCID: PMC11234916.
34. Charisis V, Raftogiannis M, Pippa N. Cryptosporidiosis in an immunosuppressed patient with persistent diarrhea. Cleveland Clinic Journal of Medicine. 2021;88(1):24–29. DOI: 10.3949/ccjm.88a.19125.
35. Riley PY, Chomel BB. Hedgehog zoonoses. Emerging Infectious Diseases. 2005;11(1):1–5. DOI: 10.3201/eid1101.040752. PMCID: PMC3294334.
36. Bhinder S, Chen H, Sato M, et al. Air pollution and the development of posttransplant chronic lung allograft dysfunction. American Journal of Transplantation. 2014;14(12):2749–2757. DOI: 10.1111/ajt.12909. PMID: 25358842.
37. Steele RW. Should immunocompromised patients have pets? Ochsner Journal. 2008;8(3):134–139. PMID: 21603465. PMCID: PMC3096326.
38. Grehn C, Eschenhagen P, Temming S, Düesberg U, Neumann K, Schwarz C. Frequent pet contact as risk factor for allergic bronchopulmonary aspergillosis in cystic fibrosis. Frontiers in Cellular and Infection Microbiology. 2021;10:601821. DOI: 10.3389/fcimb.2020.601821. PMID: 33585274. PMCID: PMC7873990.
39. Morrow CB, Raraigh KS, Green DM, Blackman SM, Cutting GR, Collaco JM. Cat and dog exposure and respiratory morbidities in cystic fibrosis. Journal of Pediatrics. 2014;165(5):1006–1011.e1. DOI: 10.1016/j.jpeds.2014.06.027. PMID: 25027361. PMCID: PMC4177281.
40. Kilduff S, Steinman B, Xie Y, Kiss-Farengo T, Foca M, Hayde N. Pet safety guidelines for pediatric transplant recipients. Pediatric Transplantation. 2024;28(1):e14527. DOI: 10.1111/petr.14527. PMID: 37550270.

Część B. Wytyczne, dokumenty instytucjonalne i stanowiska towarzystw

1. Centers for Disease Control and Prevention (CDC). Sporotrichosis Basics / Cat-associated sporotrichosis caused by Sporothrix brasiliensis. Dostępne: https://www.cdc.gov/sporotrichosis/about/index.html oraz materiały edukacyjne CDC dla klinicystów i ogółu społeczeństwa.
2. Centers for Disease Control and Prevention (CDC). People at Increased Risk for Illness from Animals. Healthy Pets, Healthy People. Dostępne: https://www.cdc.gov/healthy-pets/risk-factors/index.html
3. Centers for Disease Control and Prevention (CDC). Reptiles and Amphibians. Healthy Pets, Healthy People. Dostępne: https://www.cdc.gov/healthy-pets/about/reptiles-and-amphibians.html
4. U.S. Food and Drug Administration (FDA). 21 CFR 1240.62 – Turtles intrastate and interstate requirements. Dostępne w bazie eCFR.
5. World Health Organization. Zoonoses – Fact sheets and technical documents. Dostępne: https://www.who.int/health-topics/zoonoses
6. European Centre for Disease Prevention and Control (ECDC). Surveillance and disease data for zoonoses. Dostępne: https://www.ecdc.europa.eu/en/surveillance-and-disease-data
7. International Society for Heart and Lung Transplantation (ISHLT). Consensus documents and standards statements. Dostępne: https://ishlt.org/publications/consensus-documents
8. Infectious Diseases Society of America (IDSA). Clinical practice guidelines. Dostępne: https://www.idsociety.org/practice-guideline/
9. European Society of Clinical Microbiology and Infectious Diseases (ESCMID), ESGICH. Materiały i aktywności grupy dotyczące zakażeń u chorych z upośledzoną odpornością. Dostępne: https://www.escmid.org/
10. Centers for Disease Control and Prevention / NIOSH. Materiały dotyczące hypersensitivity pneumonitis oraz ekspozycji zawodowych na antygeny zwierzęce. Dostępne w zasobach CDC Stacks i NIOSH.
11. Nobivac KC. Charakterystyka produktu leczniczego weterynaryjnego oraz ulotka informacyjna; ostrzeżenie o unikaniu kontaktu przez osoby z obniżoną odpornością przez do 6 tygodni po szczepieniu. Dostępne: https://medicines.health.europa.eu/veterinary/en/600000085512 oraz https://rejestrymedyczne.ezdrowie.gov.pl/api/rpl/medicinal-products/19288/leaflet
12. Poltransplant. Pobieranie i przeszczepianie narządów w Polsce w 2024 r. Dostępne: https://files.poltransplant.org.pl/Pobieranie_i_przeszczepianie_2024.pdf
13. Polskie Towarzystwo Transplantacyjne. Zalecenia dotyczące leczenia immunosupresyjnego po przeszczepieniu narządów unaczynionych. Warszawa; grudzień 2024. Dostępne: https://p-t-t.org/artykul/zalecenia-leczenia-immunosupresyjnego-po-przeszczepieniu-narzadow-unaczynionych-2024
14. Association of Reptile and Amphibian Veterinarians (ARAV). Salmonella in Reptiles and Amphibians: Veterinary Guidelines. Dostępne: https://arav.org/salmonella-in-reptiles-and-amphibians-veterinary-guidelines/
15. American Veterinary Medical Association (AVMA). Toxoplasmosis. Dostępne: https://www.avma.org/resources-tools/pet-owners/petcare/toxoplasmosis
16. Cystic Fibrosis Foundation. Infection Prevention and Control Clinical Care Guidelines. Dostępne: https://www.cff.org/medical-professionals/infection-prevention-and-control-clinical-care-guidelines
17. European Cystic Fibrosis Society (ECFS). ECORN-CF expert advice platform – pytania dotyczące zwierząt domowych i ryzyka infekcji w mukowiscydozie. Dostępne: https://www.ecorn-cf.eu/

Artykuł ma charakter edukacyjny i nie zastępuje indywidualnej konsultacji z zespołem transplantacyjnym. Decyzje dotyczące kontaktu ze zwierzętami po przeszczepie płuc należy zawsze omawiać z prowadzącym lekarzem, znającym szczegóły Twojego stanu zdrowia, schematu immunosupresji i warunków domowych.