Tętniąca życiem flora bakteryjna naszych dłoni

Ludzkie dłonie, będące najaktywniejszym narządem kontaktu ze światem zewnętrznym, stanowią jednocześnie jeden z najbogatszych i najdynamiczniejszych ekosystemów mikrobiologicznych na powierzchni ciała. Przez dziesięciolecia mikrobiologię skóry rąk postrzegano głównie przez pryzmat zagrożeń – transmisji patogenów szpitalnych, kontaminacji żywności, rozprzestrzeniania chorób zakaźnych. Współczesne badania molekularne, oparte na sekwencjonowaniu genu 16S rRNA i metagenomice, zasadniczo zmieniły tę perspektywę, ukazując niezwykle złożoną społeczność bakteryjną, która pełni funkcje nie tylko biernego współmieszkańca, ale także aktywnego uczestnika obrony immunologicznej gospodarza [A3, A4]. Według szacunków opartych na badaniach molekularnych na powierzchni jednej dłoni bytuje ponad 150 unikalnych taksonów bakteryjnych na poziomie gatunkowym, a łączna liczba taksonów zidentyfikowanych w grupie zaledwie 51 osób przekracza 4700 [A1]. Gęstość kolonizacji bakteryjnej skóry rąk, mierzona metodami hodowlanymi u personelu medycznego, waha się od 3,9 × 10⁴ do 4,6 × 10⁶ jednostek tworzących kolonię (CFU) na cm² [B1]. Dane te świadczą o tym, że dłonie są nie tylko nośnikiem drobnoustrojów, ale pełnoprawnym siedliskiem ekologicznym o złożonej strukturze i dynamice.

Przedstawiamy aktualny stan wiedzy na temat składu, zmienności i funkcji mikrobioty bakteryjnej dłoni ludzkich, opierając się na przełomowych badaniach sekwencyjnych, wytycznych instytucjonalnych oraz przeglądach systematycznych. Omówiono również wpływ higieny rąk na strukturę społeczności bakteryjnych oraz znaczenie kliniczne tej wiedzy w kontekście profilaktyki zakażeń. Szczególną uwagę poświęcono koncepcji rezystencji kolonizacyjnej – zdolności prawidłowej mikrobioty skóry do ochrony przed patogenami – oraz lekcjom wyniesionym z pandemii COVID-19, która dostarczyła bezprecedensowych danych o skutkach intensywnej dezynfekcji na ekosystem mikrobiologiczny dłoni.

Przełom metodologiczny – od hodowli do sekwencjonowania

Tradycyjne metody hodowlane, stanowiące podstawę mikrobiologii skóry przez większą część XX wieku, pozwalały na identyfikację zaledwie niewielkiej frakcji rzeczywistej różnorodności drobnoustrojów zasiedlających dłonie. Klasyczne badania opierały się na posiewach odcisków palców lub wymazów na podłoża agarowe, co w sposób systematyczny faworyzowało szybko rosnące, tlenowe gatunki kosztem trudno hodowlanych beztlenowców i organizmów wymagających specyficznych warunków wzrostu. W efekcie przez dekady obraz mikrobioty skóry ograniczał się do kilku dobrze znanych taksonów: Staphylococcus epidermidis, innych gronkowców koagulazo-ujemnych, Corynebacterium spp. oraz Micrococcus spp. [A3, A14].

Przełom nastąpił wraz z zastosowaniem technik niezależnych od hodowli, przede wszystkim sekwencjonowania amplikonowego genu 16S rRNA. Gen ten, obecny u wszystkich bakterii, zawiera dziewięć regionów hiperzmiennych (V1–V9), umożliwiających identyfikację taksonomiczną, przeplatanych regionami konserwatywnymi służącymi jako miejsca przyłączenia starterów PCR [A14]. W kontekście mikrobiologii skóry regiony V1–V3 okazały się szczególnie informatywne dla rozróżniania gatunków z rodzaju Staphylococcus, dominujących na dłoniach, i należą do najczęściej rekomendowanych ustawień amplikonowych w badaniach mikrobioty skórnej, zwłaszcza gdy celem jest lepsza rozdzielczość taksonomiczna w obrębie gronkowców [A14, A15]. Warto jednak zaznaczyć, że wybór regionu hiperzmiennego ma istotne konsekwencje dla wyników. Badanie porównawcze Meisel i wsp. wykazało, iż startery celujące w region V4 prowadzą do istotnego zaniżenia reprezentacji Cutibacterium acnes – jednego z kluczowych kolonizatorów skóry. Jest to ograniczenie metodologiczne o dużym znaczeniu, ponieważ wiele szeroko stosowanych protokołów (w tym stosowany w Human Microbiome Project) wykorzystuje właśnie region V4. Pełna metagenomika shotgun (whole metagenome shotgun, WMS) eliminuje to ograniczenie, dostarczając jednocześnie informacji o potencjale funkcjonalnym społeczności – umożliwia identyfikację genów oporności na antybiotyki, szlaków metabolicznych i czynników wirulencji. Dotychczas przeprowadzono jednak znacznie mniej badań metagenomicznych skóry w porównaniu z badaniami amplikonowymi [A15]. Skalę rewolucji, jaką przyniosły metody molekularne, najlepiej ilustruje Human Microbiome Project (HMP) – zakrojony na szeroką skalę projekt National Institutes of Health, w ramach którego pobrano 5177 profili taksonomicznych z 15–18 miejsc anatomicznych u 242 zdrowych dorosłych, generując ponad 3,5 terabazy danych metagenomicznych. Projekt ten potwierdził, że skóra – a w jej obrębie dłonie – stanowi jedno z najbardziej zróżnicowanych siedlisk mikrobiomu ludzkiego. Różnorodność beta (tj. zmienność składu między osobami) była najwyższa właśnie na skórze, znacząco przewyższając zmienność obserwowaną w jamie ustnej czy przewodzie pokarmowym [A5, A6]. Porównanie bezpośrednie metod hodowlanych i molekularnych przeprowadzone przez Zapka i wsp. na próbkach z dłoni 50 uczestników potwierdziło fundamentalną przewagę technik niezależnych od hodowli. Metody molekularne ujawniły, że zmienność międzyosobnicza przewyższa zmienność wewnątrzosobniczą – zależność trudną do uchwycenia klasycznymi posiewami. Ponadto stwierdzono istotną korelację między nawilżeniem skóry a liczebnością i składem społeczności bakteryjnych [A16]. Dodatkowym, często niedocenianym czynnikiem metodologicznym jest wybór zestawu do ekstrakcji DNA – badanie Bjerre i wsp. wykazało, że różne zestawy komercyjne dają wskaźnik sukcesu przygotowania bibliotek sekwencyjnych w zakresie od 39% do 100%, a niektóre zestawy wprowadzają egzogenną kontaminację bakteryjną, co może fałszować wyniki, szczególnie przy niskiej biomasie drobnoustrojów na skórze [A17].

Skład taksonomiczny mikrobioty dłoni – dominujące typy i rodzaje

Współczesne badania molekularne pozwoliły ustalić, że mikrobiota skóry dłoni jest zdominowana przez cztery główne typy (phyla) bakteryjne: Actinobacteria, Firmicutes, Proteobacteria i Bacteroidetes [A1, A2, A4]. Względne proporcje tych typów różnią się w zależności od badanej populacji, lokalizacji anatomicznej i zastosowanej metodologii, jednak ogólny wzorzec dominacji tych czterech typów jest wysoce powtarzalny między badaniami. Na podstawie analizy 20 miejsc anatomicznych u 10 zdrowych ochotników, z wykorzystaniem pełnodługościowego sekwencjonowania genu 16S rRNA (112 283 sekwencji), Grice i wsp. stwierdzili ogólną dominację Actinobacteria (51,8% sekwencji), Firmicutes (24,4%), Proteobacteria (16,5%) oraz Bacteroidetes (6,3%). Łącznie zidentyfikowano 19 typów bakteryjnych i 205 rodzajów [A2]. Zaktualizowane dane z przeglądu Byrda i wsp. z 2018 roku podają następujące zakresy proporcji na poziomie typu dla skóry: Actinobacteria 36–51%, Firmicutes 24–34%, Proteobacteria 11–16%, Bacteroidetes 6–9% [A4]. Istotnym ustaleniem jest fakt, że skóra dłoni – klasyfikowana w badaniach topograficznych jako środowisko „suche” (w odróżnieniu od okolic wilgotnych, jak pachy czy pachwiny, i łojotokowych, jak czoło czy okolica nosa) – wykazuje najwyższą różnorodność taksonomiczną spośród wszystkich badanych miejsc na ciele, ze zrównoważoną reprezentacją wszystkich czterech głównych typów [A2, A3]. Stanowi to wyraźny kontrast wobec okolic łojotokowych, gdzie dominuje Cutibacterium acnes przy niskiej ogólnej różnorodności, oraz okolic wilgotnych zdominowanych przez Staphylococcus i Corynebacterium [A3]. Grice i Segre zaproponowali, że to właśnie fizjologia skóry – a nie sama ekspozycja na środowisko – jest głównym czynnikiem determinującym skład społeczności: pH, zawartość lipidów, wilgotność, grubość warstwy rogowej i gęstość gruczołów łojowych tworzą warunki selektywne, które premiują określone grupy drobnoustrojów. Dłonie, jako powierzchnie ubogie w gruczoły łojowe, o stosunkowo grubym naskórku i znacznych wahaniach temperatury i wilgotności, oferują szerokie spektrum mikronisz ekologicznych – przestrzenie międzypalcowe są wilgotniejsze i cieplejsze niż grzbiet dłoni, opuszki palców mają najwyższą gęstość gruczołów potowych, a okolice paznokciowe stanowią chronione nisze o ograniczonym dostępie tlenu [A3, A4]. Przegląd Edmonds-Wilson i wsp., obejmujący 18 badań molekularnych dłoni opublikowanych w latach 2008–2015, wskazuje, że na dłoniach Firmicutes mogą być względnie bardziej obfite niż w ujęciu obejmującym całą powierzchnię skóry. Rozbieżność ta może wynikać z różnic w metodologii pobierania próbek, doborze regionów hiperzmiennych i populacjach badanych [A9]. Projekt Human Microbiome Project (HMP), w ramach którego pobrano 5177 profili taksonomicznych z 15–18 miejsc anatomicznych u 242 zdrowych dorosłych, potwierdził silną specjalizację niszową mikrobioty i najwyższą różnorodność beta (różnorodność między osobami) na skórze w porównaniu z jamą ustną i przewodem pokarmowym [A5, A6].

Kluczowe rodzaje bakteryjne na dłoniach

Wśród organizmów Gram-dodatnich, stanowiących łącznie szacunkowo 75–85% mikrobioty dłoni, dominuje Staphylococcus epidermidis – najliczniejszy rezydent skóry rąk i najlepiej zbadany komensalny drobnoustrój skóry. Inne często identyfikowane gronkowce koagulazo-ujemne (CoNS) obejmują S. hominis, S. capitis, S. haemolyticus, S. warneri oraz S. lugdunensis. Staphylococcus aureus, choć nie należy do typowej mikrobioty rezydentnej dłoni, kolonizuje trwale nosy i wtórnie ręce u około 20–30% populacji ogólnej [A3, A8]. Jak wykazano w badaniu Rosenthal i wsp. na oddziale intensywnej terapii chirurgicznej, S. aureus był wykrywany na 41–53% dłoni personelu medycznego w zależności od momentu pobrania próbki [A13]. Rodzaj Corynebacterium, należący do Actinobacteria, stanowił 22,8% wszystkich sekwencji w badaniu Grice i wsp. Obejmuje liczne gatunki (C. tuberculostearicum, C. accolens, C. striatum, C. jeikeium), z których część wykazuje zdolność do interakcji z gronkowcami – zarówno kooperacyjnych, jak i antagonistycznych. Maczużce są szczególnie obfite w okolicach wilgotnych (pachy, pachwiny), ale stanowią również stałą składową mikrobioty dłoni [A2, A3]. Cutibacterium acnes (dawniej Propionibacterium acnes), trzeci co do liczebności rodzaj w badaniach całej powierzchni skóry (23,0% sekwencji), dominuje w okolicach łojotokowych, gdzie produkuje kwas propionowy utrzymujący kwaśne pH skóry w okolicach 5,0. Na suchych powierzchniach dłoni jego udział jest jednak relatywnie mniejszy niż na czole czy skrzydełkach nosa [A2, A3, A4]. Pozostałe regularnie identyfikowane rodzaje Gram-dodatnie obejmują Streptococcus (częstszy na świeżo umytych rękach [A1]), Micrococcus i Brevibacterium [A3]. Bakterie Gram-ujemne z typu Proteobacteria stanowią stałą, choć mniejszościową składową mikrobioty dłoni. Wyjątkiem wśród Gram-ujemnych organizmów potrafiących trwale zasiedlać skórę jest rodzaj Acinetobacter, którego obecność odnotowywano częściej u osób z niedoborami odporności [A9]. Przejściowo na dłoniach wykrywano również Klebsiella, Pseudomonas oraz przedstawicieli rzędów Burkholderiales i Neisseriales – tych ostatnich zwłaszcza w próbkach pobranych w dłuższym odstępie od ostatniego mycia rąk. Ten ostatni wynik sugeruje, że rutynowe mycie rąk zmienia proporcje tych grup, ale nie eliminuje ich trwale z ekosystemu skóry [A1].

Mikrobiota rezydentna a mikrobiota przejściowa – podział o znaczeniu klinicznym

Podział na mikrobiotę rezydentną (stałą) i przejściową (tranzytoryczną) ma fundamentalne znaczenie kliniczne i stanowi podstawę koncepcyjną wytycznych higieny rąk opracowanych zarówno przez WHO, jak i CDC. Według wytycznych WHO z 2009 roku mikrobiota rezydentna obejmuje drobnoustroje zasiedlające głębsze warstwy naskórka – w tym ujścia gruczołów łojowych, mieszki włosowe i przestrzenie podpaznokciowe – zdolne do przetrwania i namnażania się na skórze przez długi czas. Organizmy te nie są łatwo usuwane rutynowym myciem rąk wodą z mydłem, a ich obecność jest względnie stabilna w czasie. Do mikrobioty rezydentnej dłoni zalicza się przede wszystkim S. epidermidis i inne CoNS, bakterie korynokształtne (Corynebacterium spp., Cutibacterium spp.) oraz Micrococcus spp. [B1, B2].

Mikrobiota przejściowa kolonizuje natomiast powierzchowne warstwy naskórka i jest nabywana w wyniku kontaktu z innymi osobami, pacjentami, powierzchniami lub środowiskiem. Organizmy te nie zasiedlają skóry trwale i są znacznie łatwiej usuwalne zarówno przez mycie mydłem, jak i przez dezynfekcję preparatami na bazie alkoholu. Kluczową cechą odróżniającą mikrobiotę przejściową od rezydentnej jest niezdolność do trwałego namnażania się na skórze zdrowej – patogeny przejściowe utrzymują się na powierzchni od kilku minut do kilku godzin, rzadziej dni, i stopniowo ulegają eliminacji przez mechaniczne złuszczanie naskórka, działanie lipidów powierzchniowych, kwaśne pH i konkurencję ze strony mikrobioty rezydentnej [B1, A8]. Jednak w warunkach sprzyjających – na skórze uszkodzonej, pozbawionej prawidłowej mikrobioty rezydentnej lub o zaburzonym pH – czas przeżycia patogenów przejściowych znacząco się wydłuża, co zwiększa ryzyko transmisji [A35, B2]. Z perspektywy epidemiologicznej to właśnie mikrobiota przejściowa jest odpowiedzialna za większość przypadków przenoszenia patogenów szpitalnych między pacjentami za pośrednictwem rąk personelu. Typowe patogeny przejściowo zasiedlające ręce obejmują: S. aureus (w tym MRSA), Enterococcus spp. (w tym VRE), pałeczki z rodziny Enterobacterales wytwarzające β-laktamazy o rozszerzonym spektrum (ESBL), Pseudomonas aeruginosa, Acinetobacter baumannii oraz Clostridioides difficile [B1, B2, A8]. Wytyczne CDC z 2002 roku podkreślają, że nawet krótki, kilkusekundowy kontakt z pacjentem skolonizowanym przez MRSA lub VRE może prowadzić do przeniesienia tych drobnoustrojów na ręce personelu, skąd – przy braku higieny rąk – mogą zostać przekazane kolejnemu pacjentowi [B2]. Cogen i wsp. zaproponowali rewizję tradycyjnego spojrzenia na mikrobiotę rezydentną, postulując, aby postrzegać ją nie jako prostych komensali, lecz jako mutualistów – organizmy aktywnie uczestniczące w obronie gospodarza. Stabilna, dobrze zaadaptowana mikrobiota rezydentna tworzy barierę ekologiczną utrudniającą kolonizację przez patogeny – zjawisko określane jako rezystencja kolonizacyjna. W myśl tej koncepcji higiena rąk powinna być zaprojektowana tak, aby eliminować mikrobiotę przejściową przy jednoczesnym zachowaniu mikrobioty rezydentnej w jak największym stopniu [A8].

Zmienność międzyosobnicza, wewnątrzosobnicza i stabilność czasowa

Jednym z najbardziej zaskakujących ustaleń współczesnej mikrobiologii dłoni jest skala zmienności między osobami. W przełomowym badaniu Fierera i wsp. dwie dłonie tej samej osoby dzieliły zaledwie 17% taksonów bakteryjnych, podczas gdy dłonie dwóch różnych osób – jedynie 13%. Spośród 4742 unikalnych taksonów zidentyfikowanych w grupie 51 uczestników zaledwie pięć było obecnych u wszystkich badanych [A1]. Wynik ten został potwierdzony niezależnie przez Costello i wsp., którzy badając społeczności bakteryjne z 27 miejsc anatomicznych u 7–9 osób w czterech punktach czasowych, wykazali, że skład społeczności jest determinowany przede wszystkim lokalizacją anatomiczną (habitat), a zmienność międzyosobnicza w obrębie tego samego habitatu jest wysoka i utrzymuje się w czasie. Lewa i prawa dłoń tej samej osoby nie są ekologicznie identyczne [A7]. Indywidualność mikrobioty dłoni jest na tyle wyraźna, że w osobnym badaniu Fierer i wsp. wykazali możliwość identyfikacji kryminalistycznej na podstawie śladu bakteryjnego pozostawionego na dotkniętych przedmiotach. Resztkowe bakterie skóry na klawiaturach komputerowych i myszach mogły zostać przyporządkowane do konkretnych użytkowników metodami bioinformatycznymi z dokładnością znacząco przewyższającą przypadek [A12]. Choć aplikacje kryminalistyczne pozostają na etapie badawczym, wynik ten ilustruje stopień unikalności osobniczego „podpisu mikrobiologicznego” dłoni. Pomimo tej głębokiej zmienności międzyosobniczej, mikrobiom skóry zdrowych dorosłych wykazuje relatywną stabilność w czasie u tej samej osoby. Oh i wsp. w badaniu obejmującym sekwencjonowanie metagenomiczne próbek skóry z wielu lokalizacji w dwóch punktach czasowych oddzielonych miesiącami lub nawet latami stwierdzili, że społeczności bakteryjne, grzybicze i wirusowe pozostają zasadniczo stabilne, mimo stałej ekspozycji rąk na środowisko zewnętrzne. Miejsca łojotokowe były najstabilniejsze, natomiast miejsca suche (w tym dłonie), choć wysoce eksponowane, również wykazywały zachowywaną tożsamość składu w czasie [A11]. Wynik ten ma istotne implikacje – oznacza bowiem, że skóra dłoni posiada mechanizmy sprzyjające odtwarzaniu rodzimej społeczności po przejściowych zaburzeniach, takich jak mycie rąk, kontakt z nowymi środowiskami czy zmiany klimatyczne. Costello i wsp. potwierdzili tę obserwację, stwierdzając tendencję społeczności skórnych do powracania do wyjściowego składu po perturbacjach – zjawisko analogiczne do zdolności do regeneracji (resilience) opisywanej w ekologii makroorganizmów [A7]. Flores i wsp. w badaniu podłużnym wykazali ponadto, że stopień zmienności czasowej mikrobioty jest sam w sobie cechą zindywidualizowaną – osoby z bardziej zróżnicowanymi społecznościami skórnymi cechowały się wyższą stabilnością czasową. Innymi słowy, bogata i złożona mikrobiota dłoni jest jednocześnie bardziej odporna na perturbacje niż mikrobiota uboga [A10]. Ta zależność jest spójna z ogólną zasadą ekologiczną, zgodnie z którą bardziej zróżnicowane ekosystemy wykazują wyższą odporność funkcjonalną – utrata jednego gatunku w bogatym ekosystemie może zostać skompensowana przez gatunki pełniące zbliżone funkcje ekologiczne (redundancja funkcjonalna).

Czynniki kształtujące mikrobiotę dłoni

Na skład i różnorodność społeczności bakteryjnej dłoni wpływa szereg czynników o charakterze biologicznym, behawioralnym i środowiskowym. W badaniu Fierera i wsp. kobiety wykazywały istotnie wyższą różnorodność bakteryjną dłoni niż mężczyźni. Autorzy zaproponowali kilka potencjalnych mechanizmów: niższe pH skóry u mężczyzn (bardziej kwaśne, co może selektywnie hamować niektóre grupy bakterii), różnice w produkcji łoju i potu, grubości naskórka, profilu hormonalnym oraz częstości stosowania kosmetyków. Podkreślili przy tym, że żadna z tych hipotez nie została definitywnie zweryfikowana i najprawdopodobniej obserwowany efekt jest wieloczynnikowy [A1]. Preferencja ręki (dominacja ręki prawej lub lewej) okazała się kolejnym istotnym czynnikiem – ręka dominująca i niedominująca tej samej osoby różnią się składem bakteryjnym. Na ręce dominującej stwierdzono wyższe proporcje Lactobacillaceae, Enterobacteriales i Xanthomonadales, co może wynikać z częstszego kontaktu ręki dominującej z różnorodnymi powierzchniami [A1]. Czas od ostatniego mycia rąk również istotnie wpływał na skład: po dłuższym czasie od mycia wzrastała obfitość Cutibacterium, Neisseriales i Burkholderiales, natomiast na świeżo umytych rękach (poniżej 2 godzin od mycia) dominowały Staphylococcaceae, Streptococcaceae i Lactobacillaceae. Obserwacja ta sugeruje, że mycie rąk nie tyle „czyści” skórę z bakterii, ile zmienia proporcje składu społeczności, usuwając preferencyjnie część taksonów [A1]. Przegląd Edmonds-Wilson i wsp. zidentyfikował dodatkowe czynniki modulujące: wiek (zmiany w profilu hormonalnym, produkcji łoju i nawilżeniu skóry), współzamieszkiwanie z innymi osobami (zwłaszcza partnerami dzielącymi łóżko – obserwowano konwergencję mikrobiot skórnych), posiadanie zwierząt domowych (poszerzenie różnorodności), zawód wykonywany oraz stosowane preparaty do pielęgnacji skóry [A9]. U pracowników służby zdrowia wykonujących ponad 40 procedur mycia rąk na zmianę roboczą obserwowano obniżoną ogólną różnorodność bakteryjną – wynik sugerujący, że intensywna higiena zawodowa ma mierzalny wpływ na ekosystem skóry [A9]. Rosenthal i wsp. wykazali natomiast, że wiek pracownika, konkretne praktyki higieniczne i zmiana robocza (dzienna vs. nocna) są istotnie powiązane z nosicielstwem potencjalnych patogenów szpitalnych na dłoniach [A13].

Ochronna rola mikrobioty rezydentnej – rezystencja kolonizacyjna

Koncepcja rezystencji kolonizacyjnej – czyli zdolności prawidłowej mikrobioty do hamowania zasiedlania skóry przez patogeny – jest coraz lepiej udokumentowana na poziomie mechanistycznym. Flowers i Grice w przeglądzie z 2020 roku wyodrębnili trzy główne mechanizmy ochronne: bezpośrednie zabijanie patogenów przez peptydy przeciwdrobnoustrojowe (AMP) i inne substancje bakteriobójcze wytwarzane przez bakterie komensalne; konkurencyjne wykluczanie poprzez rywalizację o składniki odżywcze, receptory adhezyjne i przestrzeń ekologiczną; oraz stymulację odpowiedzi immunologicznej gospodarza za pośrednictwem keratynocytów, które w kontakcie z komensalami produkują inne zestawy mediatorów immunologicznych niż w kontakcie z patogenami [A18]. Przełomowe badanie Nakatsuji i wsp. opublikowane w Science Translational Medicine wykazało, że gronkowce koagulazo-ujemne (CoNS) wytwarzające substancje przeciwdrobnoustrojowe są powszechne na skórze zdrowych osób, ale rzadkie u pacjentów z atopowym zapaleniem skóry (AZS). Autorzy zidentyfikowali nowe peptydy przeciwdrobnoustrojowe produkowane przez szczepy S. epidermidis i S. hominis, które selektywnie zabijają S. aureus i wykazują synergizm z gospodarzowym peptydem LL-37 (katelicydyną). Co niezwykle istotne, reintrodukcja tych szczepów CoNS na skórę pacjentów z AZS prowadziła do zmniejszenia kolonizacji przez S. aureus – sugerując potencjał terapeutyczny „probiotyków skórnych” [A19]. Iwase i wsp. opisali proteazę serynową Esp wydzielaną przez S. epidermidis, która hamuje tworzenie biofilmu przez S. aureus oraz jego kolonizację nosa – kolejna demonstracja bezpośredniej konkurencji między komensalem a patogenem [A20]. Severn i Horswill w przeglądzie opublikowanym w 2023 roku w Nature Reviews Microbiology zebrali wiele dodatkowych mechanizmów: autoindukcyjne peptydy (AIP) produkowane przez S. epidermidis blokują system quorum sensing S. aureus, uniemożliwiając mu koordynację ekspresji genów wirulencji; metabolit 6-tioguanina hamuje biosyntezę puryn u S. aureus; moduliny fenolowo-rozpuszczalne (PSM) działają synergistycznie z gospodarzowymi peptydami przeciwdrobnoustrojowymi, zabijając S. aureus i paciorkowce grupy A [A21]. Dane te mają istotne implikacje kliniczne w odniesieniu do dłoni. Rosenthal i wsp. wykazali, że pracownicy służby zdrowia z niższą różnorodnością beta mikrobioty dłoni (tj. bardziej homogenną, mniej zróżnicowaną społecznością) byli bardziej podatni na nosicielstwo potencjalnych patogenów szpitalnych. S. aureus wykrywano na 41–53% dłoni badanych pracowników chirurgicznego OIOM-u, Enterococcus spp. na 53–62%, MRSA na 3–6% [A13]. Obserwacja ta sugeruje, że bogata, zróżnicowana mikrobiota rezydentna dłoni może stanowić aktywną barierę ekologiczną i immunologiczną przeciwko kolonizacji patogenami – mechanizm analogiczny do rezystencji kolonizacyjnej opisywanej w kontekście mikrobioty jelitowej.

Higiena rąk a mikrobiom – preparaty alkoholowe, mydło, rekolonizacja

Wpływ procedur higieny rąk na mikrobiotę skóry jest zagadnieniem, w którym cele zdrowia publicznego – eliminacja patogenów przejściowych w celu przerwania łańcucha transmisji – muszą być wyważone z ochroną rezydentnej bariery mikrobiologicznej. Najnowsze badania molekularne dostarczają zniuansowanego obrazu tego oddziaływania, który jest bardziej złożony niż sugerowałoby proste równanie „higiena = mniej bakterii”. Zapka i wsp. przetestowali cztery metody higieny rąk u 50 uczestników, stosując jednocześnie metody hodowlane i sekwencjonowanie 16S rRNA. Alkoholowy preparat do dezynfekcji rąk (ABHR) powodował przejściowe zmniejszenie liczby żywych komórek bakteryjnych, ale nie zmieniał istotnie składu społeczności. Mycie mydłem bez dodatku środka przeciwdrobnoustrojowego zmieniało natomiast skład taksonomiczny, lecz paradoksalnie nie zmniejszało ogólnej liczby bakterii zdolnych do wzrostu. Co szczególnie istotne, po zastosowaniu ABHR na skórze dłoni pozostawało ponad 100 000 CFU bakterii rezydentnych – higiena rąk nie sterylizuje skóry, a raczej selektywnie redukuje mikrobiotę przejściową, w mniejszym stopniu naruszając mikrobiotę rezydentną [A16]. Vindenes i wsp. w badaniu opublikowanym w 2023 roku potwierdzili, że różnorodność taksonomiczna mikrobiomu dłoni nie różniła się istotnie przed i po zastosowaniu ABHR, natomiast była istotnie niższa po myciu mydłem z wodą – efekt przypisywany mechanicznemu usuwaniu bakterii przez działanie surfaktantu i przepływu wody, które eliminują nie tylko mikrobiotę przejściową, ale również część rezydentnej. Po zastosowaniu ABHR obserwowano wzrost proporcji Streptococcus, Cutibacterium i Corynebacterium przy jednoczesnym spadku Micrococcus i Sediminibacterium – co sugeruje zróżnicowaną wrażliwość poszczególnych taksonów na alkohol [A22]. Skuteczność ABHR w porównaniu z mydłem antyseptycznym była przedmiotem randomizowanego badania klinicznego Girou i wsp. przeprowadzonego w trzech oddziałach intensywnej terapii we Francji. Mediana redukcji kontaminacji rąk wyniosła 83% dla ABHR wobec 58% dla mydła antyseptycznego (p = 0,012). ABHR wykazywał ponadto przewagę logistyczną – krótszy czas aplikacji, możliwość stosowania bez dostępu do umywalki, co przekłada się na wyższy wskaźnik przestrzegania procedur [A23]. Kampf i Kramer w obszernym przeglądzie potwierdzili szerokie i szybkie działanie bakteriobójcze alkoholi – etanol w stężeniu 60–85%, izopropanol 60–80% i n-propanol 60–80% wykazują natychmiastową aktywność wobec bakterii wegetatywnych, wirusów otoczkowych i grzybów. Podkreślili jednocześnie brak aktywności sporobójczej – preparaty alkoholowe nie eliminują form przetrwalnikowych Clostridioides difficile, co uzasadnia zalecenie WHO dotyczące mycia rąk mydłem z wodą po kontakcie z pacjentami z zakażeniem lub kolonizacją C. difficile [A24, B1]. Autorzy ci wskazali również, że dobrze dobrane ABHR z emolientami powodują mniejsze uszkodzenia skóry niż mydła antyseptyczne – co ma bezpośrednie przełożenie na rezystencję kolonizacyjną, ponieważ uszkodzona skóra sprzyja kolonizacji patogenami [A24]. Dane dotyczące długoterminowego wpływu intensywnej dezynfekcji na skład mikrobioty są wstępnie uspokajające. Kramer i wsp. w badaniu czterech pielęgniarek oddziału noworodkowego, pobierając próbki przez 28 dni przy ponad 100 aplikacjach ABHR dziennie, nie stwierdzili niekorzystnego wpływu na ogólny skład mikrobioty dłoni. Każda pielęgniarka zachowała swój indywidualny „podpis mikrobiologiczny” mimo ekstremalnie częstej dezynfekcji. Należy jednak zastrzec, że badanie to miało niewielką liczebność próby (n = 4) i krótki czas obserwacji [A25].

Znaczenie kliniczne – ręce jako wektor zakażeń szpitalnych

Ręce personelu medycznego stanowią najczęściej udokumentowaną drogę transmisji patogenów szpitalnych między pacjentami. Model transmisji za pośrednictwem rąk, zaproponowany przez Pitteta i wsp. w 2006 roku i szeroko przyjęty w piśmiennictwie, opisuje pięć kolejnych etapów: (1) drobnoustroje obecne są na skórze pacjenta lub przedmiotach w jego bezpośrednim otoczeniu; (2) przenoszą się na ręce personelu medycznego podczas rutynowych czynności pielęgnacyjnych; (3) przeżywają na rękach przez dostatecznie długi czas, aby umożliwić transfer; (4) higiena rąk jest niewystarczająca, nieprawidłowo wykonana lub całkowicie pominięta; (5) skontaminowane ręce dotykają innego pacjenta lub powierzchni krytycznej. Przerwanie któregokolwiek z tych ogniw, a w szczególności ogniwa czwartego, zapobiega transmisji [A28]. Bezpośrednich dowodów na kliniczne znaczenie higieny rąk dostarczyło przełomowe badanie interwencyjne Pitteta i wsp. przeprowadzone w Hôpitaux Universitaires de Genève w latach 1994–1997. Wdrożenie wieloaspektowego programu poprawy higieny rąk – obejmującego promocję ABHR, edukację, plakaty przypominające, monitoring i informacje zwrotne – doprowadziło do wzrostu wskaźnika przestrzegania procedur z 48% do 66%, zmniejszenia częstości zakażeń szpitalnych z 16,9% do 9,9% (p = 0,04) oraz redukcji wskaźnika transmisji MRSA z 2,16 do 0,93 epizodu na 10 000 osobodni (p < 0,001). Zużycie ABHR wzrosło w tym okresie z 3,5 do 15,4 litrów na 1000 osobodni [A27].

Allegranzi i Pittet w przeglądzie z 2009 roku podsumowali ponad 20 badań szpitalnych z lat 1977–2008, w których wykazano czasowy związek między poprawą praktyk higieny rąk a zmniejszeniem częstości zakażeń związanych z opieką zdrowotną (HAI). Uznali ręce personelu za „najczęstszy pojazd transmisji patogenów szpitalnych” [A29]. Albrich i Harbarth przeprowadzili metaanalizę 127 badań dotyczących nosicielstwa MRSA wśród personelu medycznego, ustalając średni wskaźnik kolonizacji na 4,6% wśród 33 318 przebadanych pracowników. Transmisja od personelu do pacjentów była prawdopodobna w 93% genotypowanych badań [A31]. Kluczowym wyzwaniem pozostaje przestrzeganie procedur higieny rąk. Przegląd systematyczny Erasmus i wsp. obejmujący 96 badań wykazał, że mediana przestrzegania wytycznych higieny rąk w warunkach szpitalnych wynosi zaledwie 40%. Na oddziałach intensywnej terapii wskaźnik ten mieścił się w zakresie 30–40%. Lekarze przestrzegali procedur rzadziej niż pielęgniarki (32% vs. 48%), a higiena rąk przed kontaktem z pacjentem była wykonywana znacząco rzadziej niż po kontakcie (21% vs. 47%) [A30]. Pittet i wsp. w badaniu przeprowadzonym w genewskim szpitalu uniwersyteckim stwierdzili ponadto, że kontaminacja rąk personelu wzrasta liniowo z czasem trwania kontaktu z pacjentem – nawet rutynowe, pozornie „czyste” czynności, takie jak pomiar ciśnienia tętniczego, badanie palpacyjne czy zmiana pozycji pacjenta, prowadzą do przeniesienia potencjalnych patogenów na ręce [A26].

Główne patogeny przenoszone za pośrednictwem rąk obejmują szerokie spektrum drobnoustrojów Gram-dodatnich i Gram-ujemnych. Staphylococcus aureus, w tym szczepy metycylinooporne (MRSA), jest jednym z najczęściej przenoszonych patogenów – w badaniu Rosenthal i wsp. wykrywano go na 41–53% dłoni personelu intensywnej terapii chirurgicznej [A13]. Enterococcus spp., w tym wankomycynooporne szczepy (VRE), były obecne na 53–62% dłoni badanych pracowników [A13]. Pałeczki Gram-ujemne wytwarzające β-laktamazy o rozszerzonym spektrum (ESBL) – przede wszystkim Klebsiella pneumoniae i Escherichia coli – stanowią rosnące zagrożenie jako patogeny przenoszone drogą kontaktową. Acinetobacter baumannii i Pseudomonas aeruginosa, zdolne do przetrwania na suchych powierzchniach przez tygodnie, również należą do drobnoustrojów skutecznie przenoszonych za pośrednictwem rąk. Szczególne miejsce zajmuje Clostridioides difficile, którego formy przetrwalnikowe (endospory) są oporne na działanie preparatów alkoholowych, co czyni mycie rąk mydłem z wodą jedyną skuteczną metodą dekontaminacji po kontakcie z pacjentami zakażonymi tym drobnoustrojem [B1, B2, A24].

Ręce pełnią rolę wektora transmisji nie tylko bezpośredniej (ręka–pacjent), ale również pośredniej – za pośrednictwem powierzchni i przedmiotów w otoczeniu pacjenta (klamki, poręcze łóżek, panele sterujące, telefony komórkowe). Badania wykazały, że telefony komórkowe personelu medycznego odzwierciedlają skład mikrobioty dłoni ich właścicieli, stanowiąc potencjalny rezerwuar patogenów w środowisku szpitalnym [A9]. Wytyczne WHO z 2009 roku z tego powodu definiują „strefę pacjenta” (patient zone) jako obszar obejmujący nie tylko ciało pacjenta, ale również wszystkie powierzchnie i przedmioty w jego bezpośrednim zasięgu, podkreślając konieczność higieny rąk zarówno przed wejściem do tej strefy, jak i po jej opuszczeniu – koncepcja znana jako „5 momentów higieny rąk” [B1].

Pandemia COVID-19 a mikrobiom dłoni

Pandemia COVID-19, rozpoczęta na przełomie 2019 i 2020 roku, doprowadziła do bezprecedensowego nasilenia praktyk higienicznych zarówno w populacji ogólnej, jak i wśród personelu medycznego. Masowe stosowanie ABHR, intensywne mycie rąk oraz upowszechnienie rękawic jednorazowych stworzyły niezamierzoną okazję do obserwacji skutków nasilonej dezynfekcji na mikrobiotę rąk w skali populacyjnej. Badanie podłużne przeprowadzone na Majorce, porównujące próbki ze skóry dłoni 30 ochotników pobrane przed pandemią (lata 2014–2019) i w jej trakcie (2020–2021), wykazało istotny spadek różnorodności mikrobiologicznej w próbkach pobranych w okresie pandemii.

Jednocześnie zaobserwowano wyraźne przesunięcie proporcji taksonomicznych – udział rzędu Bacillales wzrósł z 30,7% do 84,1%, głównie w związku ze wzrostem udziału gatunków z rodzaju Staphylococcus, w tym S. pasteuri. Autorzy interpretowali ten wynik jako przejaw istotnej reorganizacji ekosystemu mikrobiologicznego dłoni w okresie pandemicznym, ale w obrębie tej małej, geograficznie ograniczonej kohorty nie stwierdzili istotnego związku między samą częstością deklarowanego mycia rąk a obserwowaną różnorodnością [A33]. Vindenes i wsp., analizując dane z kohorty RHINESSA obejmującej 168 uczestników badanych wyjściowo i po 6,5 roku (okres obejmujący pandemię COVID-19), wykazali z jednej strony nieoczekiwany ogólny wzrost różnorodności alfa mikrobiomu dłoni między pomiarem wyjściowym a obserwacją kontrolną, z drugiej jednak – że wysoka częstość mycia rąk w domu była powiązana z niższą różnorodnością alfa oraz wyższą obfitością Staphylococcus, Corynebacterium, Finegoldia i Pseudomonas. Dodatkowo bieżący wyprysk dłoni i jego nasilenie w okresie pandemicznym wiązały się ze wzrostem udziału Staphylococcus [A34]. Aspekt dermatologiczny intensywnej higieny rąk w okresie pandemii został udokumentowany m.in. przez Guertler i wsp., którzy w badaniu ankietowym personelu medycznego stwierdzili objawy ostrego zapalenia skóry rąk u 90,4% respondentów – suchość skóry zgłaszało ponad 80%, rumień ok. 40%. Larson i wsp. wykazywali wcześniej, że uszkodzona skóra zwiększa ryzyko transmisji patogenów, ponieważ naruszenie integralności bariery naskórkowej sprzyja kolonizacji przez mikrobiotę przejściową, która na zdrowej skórze byłaby skutecznie eliminowana lub konkurencyjnie wypierana przez mikrobiotę rezydentną. Uszkodzona skóra traci ponadto część zdolności do utrzymania kwaśnego pH i produkcji endogennych peptydów przeciwdrobnoustrojowych [A32, A35]. Wyniki badań prowadzonych w okresie pandemii sugerują istnienie istotnego paradoksu: nadmierna i zbyt agresywna higiena rąk – zwłaszcza z użyciem silnych detergentów i mydeł antyseptycznych – może wiązać się z redukcją różnorodności mikrobioty rezydentnej oraz uszkodzeniem bariery naskórkowej, a przez to potencjalnie ułatwiać kolonizację dłoni patogenami. Jest to jednak przede wszystkim wniosek oparty na danych obserwacyjnych i korelacjach, a nie na jednoznacznie wykazanym związku przyczynowym. Mechanizm pozostaje biologicznie wiarygodny: uszkodzona skóra o podwyższonym pH, z przerzedzoną warstwą lipidową i osłabioną produkcją endogennych peptydów przeciwdrobnoustrojowych, oferuje mniej oporny substrat dla patogenów przejściowych. Jednocześnie redukcja różnorodności rezydentnej może osłabiać mechanizmy rezystencji kolonizacyjnej – konkurencję o nisze ekologiczne, produkcję bakteriocyn i stymulację odpowiedzi immunologicznej skóry [A18, A35]. Obserwacja ta nie podważa zasadności higieny rąk jako filaru profilaktyki zakażeń, lecz podkreśla znaczenie właściwego doboru preparatów – preferowania ABHR z emolientami nad mydłem antyseptycznym – oraz regularnego stosowania preparatów nawilżających i natłuszczających skórę. Wytyczne WHO wprost rekomendują, aby placówki ochrony zdrowia zapewniały personelowi dostęp do kremów nawilżających, traktując pielęgnację skóry rąk jako integralny element strategii kontroli zakażeń [A24, A35, B1].

Ograniczenia bazy dowodowej

Należy zaznaczyć kilka istotnych ograniczeń obecnego stanu wiedzy na temat mikrobioty dłoni. Po pierwsze, większość przełomowych badań (Fierer 2008, Grice 2009) przeprowadzono na stosunkowo niewielkich grupach – odpowiednio 51 i 10 osób – rekrutowanych spośród zdrowych dorosłych populacji zachodniej (głównie USA). Dane dotyczące zróżnicowania geograficznego, etnicznego, klimatycznego i socjoekonomicznego są ograniczone, co utrudnia generalizację ustaleń na populację globalną. Po drugie, badania metagenomiczne skóry dłoni – dostarczające informacji o potencjale funkcjonalnym, a nie tylko taksonomicznym – są nieliczne w porównaniu z obszerną literaturą dotyczącą mikrobiomu jelitowego. Po trzecie, większość danych o wpływie higieny na mikrobiotę pochodzi z badań krótkoterminowych – wieloletnie skutki powtarzanej dezynfekcji na rezystencję kolonizacyjną, selekcję oporności i strukturę funkcjonalną społeczności pozostają w dużej mierze niezbadane [A9, A25].

W kontekście polskojęzycznym należy wyraźnie zaznaczyć, że nie zidentyfikowano polskich oryginalnych badań wykorzystujących nowoczesne metody sekwencjonowania (16S rRNA, metagenomika) do charakterystyki mikrobioty dłoni. Polskie publikacje naukowe odnoszące się do tematu dotyczą głównie higieny rąk, przestrzegania wytycznych oraz ogólnych przeglądów mikrobiomu skóry (np. Goślińska-Kuźniarek i Karpiński w Forum Zakażeń [B4], Adamczyk i wsp. w Przeglądzie Dermatologicznym [B6]). Monografia CIOP-PIB z 2019 roku [B3] oraz materiały portalu Biotechnologia.pl [B5] stanowią wartościowe polskojęzyczne źródła edukacyjne na temat mikrobiomu skóry rąk, choć opierają się głównie na źródłach anglojęzycznych.

Podsumowanie i perspektywy

Dłonie ludzkie są siedliskiem wyjątkowo bogatej i zindywidualizowanej społeczności bakteryjnej, zdominowanej przez Actinobacteria, Firmicutes, Proteobacteria i Bacteroidetes, z kluczowymi rodzajami Staphylococcus, Corynebacterium i Cutibacterium. Każdy człowiek nosi na dłoniach unikalny „podpis mikrobiologiczny”, niemal tak indywidualny jak odcisk palca – dłonie dwóch różnych osób dzielą zaledwie 13% taksonów bakteryjnych [A1]. Różnorodność ta jest wyższa niż w wielu innych siedliskach na ciele i podlega wpływom płci, preferencji ręki, zawodu, praktyk higienicznych oraz czynników środowiskowych [A1, A9]. Mikrobiota rezydentna dłoni nie jest biernym pasażerem, lecz aktywnym komponentem obrony biologicznej – chroni przed patogenami za pomocą peptydów przeciwdrobnoustrojowych, konkurencji ekologicznej, modulacji quorum sensing i stymulacji odpowiedzi immunologicznej gospodarza. Niższa różnorodność bakteryjna dłoni koreluje z wyższym nosicielstwem patogenów szpitalnych, co nadaje nowe, głębsze znaczenie koncepcji higieny rąk: optymalnym celem jest usunięcie mikrobioty przejściowej przy zachowaniu mikrobioty rezydentnej [A13, A18, A19]. Preparaty do dezynfekcji rąk na bazie alkoholu (ABHR) realizują ten cel skuteczniej niż tradycyjne mydła antyseptyczne – redukują liczbę żywych patogenów przejściowych, w mniejszym stopniu naruszając skład społeczności rezydentnej i powodując mniejsze uszkodzenia bariery skórnej niż detergenty [A16, A22, A24]. Jednocześnie ABHR nie eliminują spor C. difficile, co stanowi ważne ograniczenie wymagające stosowania mycia rąk mydłem z wodą w odpowiednich sytuacjach klinicznych [A24, B1]. Przestrzeganie procedur higieny rąk, w świetle trwale niskich wskaźników compliance (mediana 40%), pozostaje jednym z najważniejszych i najbardziej kosztowo-efektywnych wyzwań prewencji zakażeń szpitalnych [A30]. Genewski program Pitteta i wsp. wykazał, że wieloaspektowe interwencje obejmujące dostępność ABHR, edukację, monitoring i informacje zwrotne mogą zmniejszyć częstość zakażeń szpitalnych niemal o połowę i zredukować transmisję MRSA o ponad 50% [A27]. Doświadczenia pandemii COVID-19 uwypukliły zarówno korzyści, jak i potencjalne ryzyka intensywnej higieny rąk – nadmierne stosowanie detergentów może prowadzić do uszkodzenia skóry i zmian w strukturze mikrobioty, a w pewnych warunkach może także sprzyjać kolonizacji patogenami, choć zależność ta opiera się głównie na danych obserwacyjnych, a nie na twardym dowodzie przyczynowym [A33, A34, A32]. Obserwacje te wzmacniają zalecenie WHO dotyczące preferencji ABHR z emolientami nad mydła antyseptyczne w rutynowej higienie rąk [B1]. Dalsze badania – zwłaszcza metagenomiczne, prowadzone w geograficznie i etnicznie zróżnicowanych populacjach, uwzględniające dane funkcjonalne i obejmujące długoterminowe obserwacje – będą niezbędne dla pełnego zrozumienia złożonych interakcji między mikrobiotą dłoni, procedurami higienicznymi i zdrowiem człowieka. Szczególnie obiecującym kierunkiem jest potencjalne wykorzystanie wiedzy o rezystencji kolonizacyjnej w rozwoju nowych strategii prewencji zakażeń, w tym „probiotyków skórnych” – aplikacji wyselekcjonowanych szczepów komensalnych o wysokiej aktywności przeciwdrobnoustrojowej na skórę zagrożoną kolonizacją patogenami – wzorowanych na pionierskich pracach Nakatsuji i wsp. [A19]. Koncepcja ta stanowi zasadniczo nowe podejście do profilaktyki zakażeń, uzupełniające tradycyjny paradygmat eliminacji drobnoustrojów o paradygmat ekologiczny, w którym prawidłowa mikrobiota jest rozumiana jako zasób biologiczny wymagający ochrony, a nie wyłącznie potencjalne źródło zagrożenia. Równolegle postęp w dziedzinie szybkiego sekwencjonowania metagenomicznego otwiera perspektywę rutynowego monitorowania mikrobioty dłoni personelu medycznego jako elementu programów kontroli zakażeń szpitalnych – choć wdrożenie takiego podejścia w praktyce klinicznej wymaga jeszcze rozwiązania licznych wyzwań metodologicznych, logistycznych i kosztowych.

Bibliografia

Sekcja A – źródła recenzowane naukowo

• [A1] Fierer N, Hamady M, Lauber CL, Knight R. The influence of sex, handedness, and washing on the diversity of hand surface bacteria. Proceedings of the National Academy of Sciences USA. 2008;105(46):17994-17999. DOI: 10.1073/pnas.0807920105. PMID: 19004758.
• [A2] Grice EA, Kong HH, Conlan S, Deming CB, Davis J, Young AC, NISC Comparative Sequencing Program, Bouffard GG, Blakesley RW, Murray PR, Green ED, Turner ML, Segre JA. Topographical and temporal diversity of the human skin microbiome. Science. 2009;324(5931):1190-1192. DOI: 10.1126/science.1171700. PMID: 19478181.
• [A3] Grice EA, Segre JA. The skin microbiome. Nature Reviews Microbiology. 2011;9(4):244-253. DOI: 10.1038/nrmicro2537. PMID: 21407241.
• [A4] Byrd AL, Belkaid Y, Segre JA. The human skin microbiome. Nature Reviews Microbiology. 2018;16(3):143-155. DOI: 10.1038/nrmicro.2017.157. PMID: 29332945.
• [A5] Human Microbiome Project Consortium. A framework for human microbiome research. Nature. 2012;486(7402):215-221. DOI: 10.1038/nature11209. PMID: 22699610.
• [A6] Human Microbiome Project Consortium. Structure, function and diversity of the healthy human microbiome. Nature. 2012;486(7402):207-214. DOI: 10.1038/nature11234. PMID: 22699609.
• [A7] Costello EK, Lauber CL, Hamady M, Fierer N, Gordon JI, Knight R. Bacterial community variation in human body habitats across space and time. Science. 2009;326(5960):1694-1697. DOI: 10.1126/science.1177486. PMID: 19892944.
• [A8] Cogen AL, Nizet V, Gallo RL. Skin microbiota: a source of disease or defence? British Journal of Dermatology. 2008;158(3):442-455. DOI: 10.1111/j.1365-2133.2008.08437.x. PMID: 18275522.
• [A9] Edmonds-Wilson SL, Nurinova NI, Zapka CA, Fierer N, Wilson M. Review of human hand microbiome research. Journal of Dermatological Science. 2015;80(1):3-12. DOI: 10.1016/j.jdermsci.2015.07.006. PMID: 26278471.
• [A10] Flores GE, Caporaso JG, Henley JB, Rideout JR, Domogala D, Chase J, Leff JW, Vázquez-Baeza Y, Gonzalez A, Knight R, Dunn RR, Fierer N. Temporal variability is a personalized feature of the human microbiome. Genome Biology. 2014;15:531. DOI: 10.1186/s13059-014-0531-y.
• [A11] Oh J, Byrd AL, Park M, NISC Comparative Sequencing Program, Kong HH, Segre JA. Temporal stability of the human skin microbiome. Cell. 2016;165(4):854-866. DOI: 10.1016/j.cell.2016.04.008.
• [A12] Fierer N, Lauber CL, Zhou N, McDonald D, Costello EK, Knight R. Forensic identification using skin bacterial communities. Proceedings of the National Academy of Sciences USA. 2010;107(14):6477-6481. DOI: 10.1073/pnas.1000162107. PMID: 20231444.
• [A13] Rosenthal M, Aiello AE, Larson E, Chenoweth C, Foxman B. Healthcare workers’ hand microbiome may mediate carriage of hospital pathogens. Pathogens. 2014;3(1):1-13. DOI: 10.3390/pathogens3010001. PMID: 25437604.
• [A14] Jo J-H, Kennedy EA, Kong HH. Research Techniques Made Simple: Bacterial 16S Ribosomal RNA Gene Sequencing in Cutaneous Research. Journal of Investigative Dermatology. 2016;136(3):e23-e27. DOI: 10.1016/j.jid.2016.01.005.
• [A15] Meisel JS, Hannigan GD, Tyldsley AS, et al. Skin microbiome surveys are strongly influenced by experimental design. Journal of Investigative Dermatology. 2016;136(5):947-956. DOI: 10.1016/j.jid.2016.01.016.
• [A16] Zapka C, Leff J, Henley J, Tittl J, De Nardo E, Butler M, Griggs R, Fierer N, Edmonds-Wilson S. Comparison of standard culture-based method to culture-independent method for evaluation of hygiene effects on the hand microbiome. mBio. 2017;8(2):e00093-17. DOI: 10.1128/mBio.00093-17. PMID: 28351915.
• [A17] Bjerre RD, Hugerth LW, Boulund F, Seifert M, Engstrand L, Johannesen TB. Effects of sampling strategy and DNA extraction on human skin microbiome investigations. Scientific Reports. 2019;9:17287. DOI: 10.1038/s41598-019-53599-z.
• [A18] Flowers L, Grice EA. The Skin Microbiota: Balancing Risk and Reward. Cell Host & Microbe. 2020;28(2):190-200. DOI: 10.1016/j.chom.2020.06.017.
• [A19] Nakatsuji T, Chen TH, Narala S, et al. Antimicrobials from human skin commensal bacteria protect against Staphylococcus aureus and are deficient in atopic dermatitis. Science Translational Medicine. 2017;9(378):eaah4680. DOI: 10.1126/scitranslmed.aah4680. PMID: 28228596.
• [A20] Iwase T, Uehara Y, Shinji H, Tajima A, Seo H, Takada K, Agata T, Mizunoe Y. Staphylococcus epidermidis Esp inhibits Staphylococcus aureus biofilm formation and nasal colonization. Nature. 2010;465(7296):346-349. DOI: 10.1038/nature09074.
• [A21] Severn MM, Horswill AR. Staphylococcus epidermidis and its dual lifestyle in skin health and infection. Nature Reviews Microbiology. 2023;21(2):97-111. DOI: 10.1038/s41579-022-00780-3. PMID: 36042296.
• [A22] Vindenes HK, Drengenes C, Amin H, Bertelsen RJ. The impact of alcohol-based hand sanitiser and hand washing with soap and water on bacterial skin microbiota composition. JEADV Clinical Practice. 2023;2(4):764-774. DOI: 10.1002/jvc2.214.
• [A23] Girou E, Loyeau S, Legrand P, Oppein F, Brun-Buisson C. Efficacy of handrubbing with alcohol based solution versus standard handwashing with antiseptic soap: randomised clinical trial. BMJ. 2002;325(7360):362. DOI: 10.1136/bmj.325.7360.362. PMCID: PMC117885.
• [A24] Kampf G, Kramer A. Epidemiologic background of hand hygiene and evaluation of the most important agents for scrubs and rubs. Clinical Microbiology Reviews. 2004;17(4):863-893. DOI: 10.1128/CMR.17.4.863-893.2004. PMID: 15489352.
• [A25] Kramer A, Borg Dahl M, Bengtsson MM, Boyce JM, Heckmann M, Meister M, Papke R, Pittet D, Reinhard A, Slevogt H, Wang H, Zwicker P, Urich T, Seifert U. No detrimental effect on the hand microbiome of health care staff by frequent alcohol-based antisepsis. American Journal of Infection Control. 2025;53(4):426-433. DOI: 10.1016/j.ajic.2024.11.006. PMID: 39551096.
• [A26] Pittet D, Dharan S, Touveneau S, Sauvan V, Perneger TV. Bacterial contamination of the hands of hospital staff during routine patient care. Archives of Internal Medicine. 1999;159(8):821-826. DOI: 10.1001/archinte.159.8.821. PMID: 10219927.
• [A27] Pittet D, Hugonnet S, Harbarth S, Mourouga P, Sauvan V, Touveneau S, Perneger TV. Effectiveness of a hospital-wide programme to improve compliance with hand hygiene. The Lancet. 2000;356(9238):1307-1312. DOI: 10.1016/S0140-6736(00)02814-2. PMID: 11073019.
• [A28] Pittet D, Allegranzi B, Sax H, Dharan S, Pessoa-Silva CL, Donaldson L, Boyce JM. Evidence-based model for hand transmission during patient care and the role of improved practices. The Lancet Infectious Diseases. 2006;6(10):641-652. DOI: 10.1016/S1473-3099(06)70600-4. PMID: 17008173.
• [A29] Allegranzi B, Pittet D. Role of hand hygiene in healthcare-associated infection prevention. Journal of Hospital Infection. 2009;73(4):305-315. DOI: 10.1016/j.jhin.2009.04.019.
• [A30] Erasmus V, Daha TJ, Brug H, Richardus JH, Behrendt MD, Vos MC, van Beeck EF. Systematic review of studies on compliance with hand hygiene guidelines in hospital care. Infection Control & Hospital Epidemiology. 2010;31(3):283-294. DOI: 10.1086/650451. PMID: 20088678.
• [A31] Albrich WC, Harbarth S. Health-care workers: source, vector, or victim of MRSA? The Lancet Infectious Diseases. 2008;8(5):289-301. DOI: 10.1016/S1473-3099(08)70097-5.
• [A32] Guertler A, Moellhoff N, Schenck TL, Hagen CS, Kendziora B, Giunta RE, French LE, Reinholz M. Onset of occupational hand eczema among healthcare workers during the SARS-CoV-2 pandemic: Comparing a single surgical site with a COVID-19 intensive care unit. Contact Dermatitis. 2020;83(2):108-114. DOI: 10.1111/cod.13618. PMID: 32452036.
• [A33] Turpín C, Doménech-Sánchez A. Microbial Changes in Hand Skin During COVID-19: A Longitudinal Study in Majorca, Spain. Microbiology Research. 2025;16(7):144. DOI: 10.3390/microbiolres16070144.
• [A34] Vindenes HK, Drengenes C, Amin H, Irgens-Hansen K, Svanes C, Bertelsen RJ. Longitudinal analysis of the skin microbiome in association with hand eczema, hand hygiene practices and moisturizer use. Journal of the European Academy of Dermatology and Venereology. 2024;38(11):2118-2129. DOI: 10.1111/jdv.19906. PMID: 38419413.
• [A35] Larson E, Girard R, Pessoa-Silva CL, Boyce J, Donaldson L, Pittet D. Skin reactions related to hand hygiene and selection of hand hygiene products. American Journal of Infection Control. 2006;34(10):627-635. DOI: 10.1016/j.ajic.2006.05.289. PMID: 17161737.

Sekcja B – wytyczne, dokumenty instytucjonalne i źródła edukacyjne

• [B1] World Health Organization. WHO Guidelines on Hand Hygiene in Health Care: First Global Patient Safety Challenge Clean Care Is Safer Care. Geneva: WHO; 2009. ISBN: 978-92-4-159790-6. Rozdział 5: Normal bacterial flora on hands.
• [B2] Boyce JM, Pittet D; Healthcare Infection Control Practices Advisory Committee; HICPAC/SHEA/APIC/IDSA Hand Hygiene Task Force. Guideline for Hand Hygiene in Health-Care Settings. MMWR Recommendations and Reports. 2002;51(RR-16):1-45. PMID: 12418624.
• [B3] Ławniczek-Wałczyk A, Cyprowski M, Gołofit-Szymczak M, Górny RL, Stobnicka-Kupiec A. Utrzymanie higieny rąk i powierzchni użytkowych na stanowiskach pracy. Warszawa: CIOP-PIB; 2019.
• [B4] Goślińska-Kuźniarek O, Karpiński TM. Znaczenie higieny rąk u pracowników służby zdrowia. Forum Zakażeń. 2014;5(2):79-84. DOI: 10.15374/FZ2014016.
• [B5] Barańska A. Mikrobiom skóry rąk. Biotechnologia.pl. 2020.
• [B6] Adamczyk K, Garncarczyk AA, Antończak PP. Mikrobiom skóry. Przegląd Dermatologiczny. 2018;105(2):285-297. DOI: 10.5114/dr.2018.75584.